Suplement XCII
Włodarczyk E., Wenne R. 1996. Mitochondrialny DNA i jego zastosowanie w zarządzaniu zasobami ryb. Biul. MIR, GDYNIA, 2(138): ss. 79-87, ISSN 0209-0708.
MITOCHONDRIALNY DNA I JEGO ZASTOSOWANIE W
ZARZĄDZANIU ZASOBAMI RYB
Ewa Włodarczyk i Roman Wenne
Morski Instytut Rybacki, Kołłątaja 1, 81-332 Gdynia, Polska
ABSTRACT. One of the tasks of population molecular genetics in fisheries is to establish basic units of the managed living resources, which wouldrender It possible to monitor the dynamics of these units under the influence of fishing and stocking operations, as well as other anthropogenic and natural factors. In the paper below, the structure and properties of mitochondrial DNA, as well as the manner of its inheritance and the rate of evolution, are presented. Examples are given of the application of mtDNA analysis to examine geographical differentation in the populations of marine fishes and invertebrate and freshwater fish populations. Additional examples are also presented of the application of mtDNA to determine the relative share of fishes of different populations in mixed stock fishery and to formulate hypotheses concerning the influence of stocking upon the state of natural gene pool. Recommendations of ICES WG AGFM (International Council for the Exploration of the Sea Working Group on the Application of Genetics in Fisheries and Mariculture) are cited relative to stocking aimed at the preservation of genetic variation.
KEY WORDS: mitochondrial DNA, fishery.
WSTĘP
Zarządzanie żywymi zasobami morza na podstawie genetycznej bazy danych stanie się w bliskiej przyszłości realną i ogólnie przyjętą metodą. W odniesieniu do zasobów ryb jednym z docelowych zadań biologii molekularnej jest ustalenie podstawowych jednostek tych zasobów, co umożliwiłoby dokładne śledzenie ich dynamiki pod wpływem rybołówstwa i zarybiania oraz innych czynników antropogenicznych i naturalnych.
Techniki genetyki molekularnej stwarzają takie możliwości i genetycznie zróżnicowane populacje/stada odławianych ryb są wyodrębniane. Ale nie jest to jedyny kierunek badań realizowany za pomocą metod biologii molekularnej Wirgin i Waldman, (1994), autorzy publikacji zatytułowanej „What DNA can do for you” opracowali lists problemów z zakresu biologii ryb, które można rozwiązać przez analizę DNA są to:
1) identyfikacja stad/populacji ryb,
2) szacowanie względnego udziału poszczególnych stad w połowach wielopopulacyjnych,
3) ilościowe określenie zakresów zmienności genetycznej w stadach,
4) maksymalizacja różnorodności genetycznej i podtrzymanie genetycznej integralności,
5) rozróżnianie ryb dzikich i hodowlanych,
6) identyfikacja hybryd,
7) określanie kondycji narybku użytego do zarybiania,
8) identyfikacja płci poza okresem rozrodczym, (…)
(…) mtDNA zawiera 22 geny kodujące tRNA i 2 geny podjednostek rybosomalnego RNA (rRNA). Geny kodujące są ciasno upakowane, a introny, pseudogeny, elementy ruchome (transpo-zony) oraz sekwencje wypełniające przestrzenie między genami kodującymi występują w małej ilości (Avise i in. 1987). U kręgowców w obrębie rejonu kontroli replikacji segment nici H jest oddzielony od nici L, do której w tym miejscu przylega dodatkowy, komplementarny odcinek nici H. Powstała w ten sposób trójniciowa struktura, określana jako D-loop, stanowi jedyny dłuższy fragment niekodującego mtDNA (Clayton 1982).
Ponad 90% sekwencji mtDNA kręgowców to geny kodujące. Generalnie takie „oszczędne” genomy mitochondrialne są charakterystyczne dla komórek zwierzęcych (zakres wielkości cząsteczek: 13,8- 39,3 tysięcy par zasad; Gray 1989). Dla porównania: tylko ok. 10% sekwencji mtDNA roślin okrytozalążkowych to geny kodujące, a sekwencje międzygenowe są liczne i długie (zakres wielkości cząsteczek: 200-2400 tysięcy par zasad).
MtDNA zwierząt jest dziedziczone w zasadzie w linii matki, czyli uniparentalnie (niektóre wyjątki: mysz, Gyllensten i in. 1991; Mytilus, Zouros i in. 1992; ryby: Alosa sapidissima, Bentzen i in. 1988; Acipenser spp., Buroker i in. 1990; Amia calva, Bermingham i in. 1986). Zakłada się, że mała liczba ojcowskich mitochondriów przeniesionych w trakcie zapłodnienia z cytoplazmy plemnika do komórki jajowej jest resorbowana (Vaughn i in. 1980) lub zostaje „rozcieńczona”
do ilości śladowych w wyniku powielania mitochondriów matczynych w zarodku (Meland i in. 1991).
EWOLUCJA
Najczęstsze zmiany sekwencji DNA powstają w wyniku podstawien pojedynczych zasad nukleotydowych (tranzycje lub transwersje), rzadziej z powodu delecji i addycji, najrzadziej przez transpozycję. Mutacje w obrębie mitochondrialnego genomu tkankowców występują najczęściej w sekwencjach międzygenowych lub niekrytycznych fragmentach rejonu kontroli replikacji.
U kręgowców tempo podstawien zasad nukleotydowych w mtDNAbywa kilkakrotnie wyższe niż w jądrowym DNA, co może być spowodowane błędami w czasie replikacji, brakiem enzymów naprawy mtDNA i ekspozycją mtDNA na działanie produktów przemiany materii, szczególnie u stałocieplnych (Brown 1983; Moritz i in. 1987).
Rys. 1 . Mapa genomu mitochondrialnego ryb. Na rysunku przedstawiono rozmieszczenie genów strukturalnych.
Klonalny sposób dziedziczenia mtDNA powoduje, że różnice we frekwencji genów w odizolowanych pulach genetycznych pod wpływem dryfu genetycznego powstają szybciej w mtDNA niż w rejonach kodujących jądrowego DNA (Vawter i Brown 1986). Oznacza to, że mtDNA jest markerem o wysokiej czułości i różnorodności, wrażliwym na dryf genetyczny. Dlatego wykrycie nowo powstałych genetycznych różnic między populacjami lub gatunkami jest bardziej prawdopodobne przy użyciu mtDNA niż jądrowego DNA.
Różne regiony cząsteczki mtDNA ewoluują z różną prędkością co określa ich zastosowanie w badaniach genetycznych, np. rejon kontroli replikacji (D-loop), geny Cyt b i ND służą do analizowania różnic na poziomie populacji, podczas gdy wolniej ewoluujące geny rybosomalne używane są do badań na poziomie gatunku lub rodziny
(Meyer 1993).
ZASTOSOWANIE ANALIZY MtDNA.
DO BADAŃ POPULACYJNYCH I RYBACKICH
Ovenden (1990) scharakteryzował ważniejsze prace opublikowane do 1990 r. w zakresie rozróżniania geograficznie różnych populacji ryb i bezkręgowców morskich na podstawie analizy mtDNA. Do godnych uwagi gatunków przemysłowych wymienionych w tej pracy należą: małże przegrzebek (Placopecten magellanicus; La Roche i in. 1990) i ostryga amerykańska (Crassotrea virginica; Reeb i Avise 1990) oraz takie ryby, jak węgorze amerykański i europejski (Anguilla rostrata i A. anguilla; Avise i in. 1986), bonito (Katsuwonus pelamis; Graves i in. 1984), albakora (Thunnus alalunga; Graves i Dizon 1989), śledz atlantycki (Clupea harengus; Kornfield i Bogdanowicz 1987) i dorsz atlantycki (Gadus morhua; Smith i in. 1989).
Na podstawie dotychczasowych badań stwierdzono, że najwyższy stopień zróżnicowania genetycznego wśród ryb występuje w gatunkach słodkowodnych. Odrębność genetyczna grup ryb z reguły jest związana z geograficzną odrębnością zbiorników słodkowodnych, z których pochodzą. Wyjątkiem są ryby słodkowodne z północnych rejonów strefy klimatu umiarkowanego. Niższa różnorodność genetyczna na tych obszarach wynika z faktu, że skolonizowanie występujących tam zbiorników wodnych nastąpiło w stosunkowo bliskiej przeszłości, tj. po okresie plejstoceńskim (Billington i Hebert 1991). Gatunki morskie na ogół charakteryzują się niskim lub średnim stopniem różnorodności genetycznej, co prawdopodobnie wynika z braku barier izolujących stada tarłowe (Graves i in. 1984) i z szerokiego zasięgu stadiów larwalnych (Pepin i Carr 1993). Oba wymienione czynniki sprzyjają przepływowi genów i mieszaniu się pul genetycznych a tym samym powodują zanikanie różnic genetycznych (populacja panmiktyczna)
Analiza mtDNA 12 populacji sandacza amerykańskiego, Stizostedion vitreum, z Wielkich Jezior i 3 populacji z jeziora w północnej części kanadyjskiej prowincji Manitoba pozwoliła na wyodrębnienie trzech grup ryb o różnych frekwencjach haplotypów (Ward i in. 1989). Podział na genetycznie pokrewne grupy okazał się zgodny z geograficznym podziałem ryb na pochodzące z północno-zachodniej, centralnej i wschodniej części Wielkich Jezior.
Praca opublikowana przez McVeigh i innych (1995) jest przykładem zastosowania analizy mtDNA do potwierdzenia hipotezy o genetycznej odrębności morfologicznie różnych odmian troci, Salmo trutta (L.), które koegzystują w jeziorze Lough Melvin w Irlandii. Dla dwóch odmian troci znaleziono unikalne haplotypy podczas gdy frekwencje haplotypów wspólnych dla trzech badanych odmian wykazały duże zróżnicowanie. W konkluzji autorzy stwierdzili, że trzy odmiany troci zamieszkujące Lough Melvin są genetycznie różne, co sugeruje ich allopatryczne pochodzenie.
Jorstad i inni (1994) analizowali mtDNA w dwoch próbach śledzia atlantyckiego, Clupea harengus (L.) z fiordów Norwegii i w jednej próbie śledzia pacyficznego, Clupea pallasi, z przybrzeżnych wod Kanady, przy użyciu 5 enzymów restrykcyjnych. Stwierdzono istnienie 19 różnych haplotypów mtDNA, przy czym żaden z haplotypów nie był wspólny dla trzech pobranych prób. Wyniki te należy traktować jako wstępne z powodu małej liczby analizowanych ryb (n = 40), jednakże sugerują one istnienie różnic w mtDNA na poziomie podgatunku wśród śledzi z fiordów norweskich. Są to bardzo interesujące wyniki, gdyż dotychczasowe próby rozróżnienia stad tarłowych śledzia atlantyckiego przy użyciu analizy restrykcyjnej nie przyniosły pozytywnych rezultatów. Zarówno Kornfield i Bogdanowicz (1987), badający stada tarłowe w zatokach Maine i Św. Wawrzyńca, jak i Dahle i Eriksen (1990), zajmujący się stadami w Morzu Północnym, nie znaleźli kombinacji enzymów restrykcyjnych, która zapewniłaby rozdzielenie poszczególnych stad lub grup w stadach. Arnason i in. (1992), używając analizy restrykcyjnej mtDNA, nie wykryli istnienia odrębnych grup również wśród dorszy atlantyckich Gadus morhua (L.) z przybrzeżnych wód Islandii. Autorzy ci stwierdzili, że dorsz atlantycki pobrany z różnych łowisk wokół Islandii, należy do jednej populacji, która występuje w wodach od Norwegii po NowąFunlandię, a prawdopodobnie i w dalszych rejonach Atlantyku.
Analiza mtDNA 525 ryb siejowatych z gatunku Coregonus clupeaformis z 41 populacji bytujących w jeziorach Ameryki Północnej, od Alaski po Półwysep Labradorski, ujawniła istnienie 4 odrębnych grup filogenetycznych (Bernatchez i Dodson 1991). Rozmieszczenie geograficzne i zróżnicowanie genetyczne tych grup wykazało związek ze zjawiskami zlodowacenia w okresie plejstocenskim. Obecność lodowców na badanych terenach sprzyjała fizycznej separacji poszczególnych grup ryb. W wyniku niezależnych procesów ewolucyjnych w odizolowanych przez lodowiec zbiornikach pojawiały się nowe klony mtDNA. Cofanie się lodowca otwierało drogi migracji, co sprzyjało mieszaniu się klonów. Bernatchez i Dodson wykazali zgodność pomiędzy chronologią wydarzeń lodowcowych a obliczonymi z modelu okresami dywergencji filogenetycznej w obrębie gatunku Coregonus clupeaformis. Analiza mtDNA pozwoliła zrekonstruować paleozoologiczną historię tego gatunku.
Dwa ważne aspekty rybołówstwa łososia atlantyckiego, Salmo salar, były analizowane przy użyciu frekwencji haplotypów mtDNA. Pierwsze zagadnienie to określenie względnego udziału łososi pochodzenia północno amerykańskiego i europejskiego w połowach wielopopulacyjnych (mixed stock fishery; Bermingham i in. 1991), a drugie – to ustalenie obecnej puli genetycznej i śledzenie możliwych zmian w puli pod wpływem zarybiania.
Odnośnie do zagadnienia połowów wielopopulacyjnych zbadano haplotypy 11 odmian hodowlanych łososia, reprezentujących geograficznie odizolowane populacje z 10-ciu rzek w Europie i Ameryce Północnej. W ten sposób ustalony został wzorzec do rozróżniania osobników z poszczególnych populacji w połowach wielopopulacyjnych. Praktycznym sprawdzianem tej metody był pobór 328 łososi z wód Zachodniej Grenlandii, wśród których znalazło się 68 ryb znakowanych znaczkami magnetycznymi lub Carlina: 67 z 68 znakowanych ryb zostało poprawnie oznaczonych za pomocą analizy mtDNA, co potwierdziło wartość tej metody genetycznej w analizowaniu połowów wielopopulacyjnych. Drugie zagadnienie, tj. ustalenie obecnej struktury genetycznej danej populacji, było analizowane przez O’Connell i in. (1994) odnośnie do naturalnych populacji walijskich łososi, Salmo salar, z obszarów 3 zlewni. Otrzymana baza informacji ma służyć jako punkt odniesienia, gdy śledzone będą ewentualne zmiany puli genetycznych pod wpływem zarybiania. Analiza statystyczna danych dała podstawy do przypuszczeń dotyczących utrudnionego przypływu genów pomiędzy populacjami oraz potwierdziła hipotezę dotyczącą powrotu łososi atlantyckich na rozród do miejsc narodzin. Jedna ze zlewni charakteryzowała się bardzo niskim wskaźnikiem zróżnicowania haplotypów mtDNA, co dało podstawę do przypuszczeń, że intensywne zarybianie prowadzone od dłuższego czasu na tym terenie zubożyło pulę genetyczną.
Graves i in. (1989a) zastosowali analizę mtDNA w celu identyfikacji pojedynczych jaj i wczesnych stadiów larwalnych 3 gatunków okoni morskich (rodzaj: Paralabrax) z przybrzeżnych wód południowej Kalifornii. Ryby z rodzaju Paralabrax są ważnym elementem rybołówstwa sportowego i dynamika ich populacji stanowi przedmiot badań naukowych. Niestety, losy wczesnych stadiów rozwojowych tych 3 gatunków nie mogły być śledzone z uwagi na fakt, że ich ikra i formy larwalne są fenotypowo nierozróżnialne. Zastosowanie analizy mtDNA pozwoliło na jednoznaczne określenie gatunku larw, a nawet pojedynczych jaj. Dodatkową zaletą tej metody jest możliwość obróbki materiału konserwowanego w etanolu, co pozwala uniknąć uciążliwego sortowania prób na statku.
Zmiana naturalnej struktury genetycznej populacji w wyniku ingerencji człowieka często objawia się wzrostem liczby organizmów homozygotycznych, co pociąga za sobą ujawnienie się cech negatywnych lub nawet letalnych (efekt ogrodu zoologicznego; hodowla wsobna). Według zaleceń FAO: ” państwa powinny dbać o zachowanie genetycznej różnorodności i podtrzymywać integralność środowisk wodnych […] oraz […] zawsze, gdy jest to możliwe, podejmować kroki w celu zminimalizowania ujemnych genetycznych, epidemiologicznych i innych wpływów wywieranych przez ryby-uciekinierów z hodowli na populacje naturalne” (Kodeks Odpowiedzialnego Rybołowstwa – Code of Conduct for Responsible Fisheries, punkt 9.3.1).
W czasie ostatniego spotkania ICES Working Group on the Application of Genetics in Fisheries and Mariculture, ktore odbyło się w kwietniu 1996 w Faro w Portugalii, sformułowano ogólne zalecenie dotyczące właściwego zarybiania. Przede wszystkim zarybianie powinno być traktowane jako środek ostateczny dla podtrzymania naturalnych populacji ryb. Według raportu ICES WG AGFM zbyt często podejmuje się pochopne decyzje o zarybianiu, gdy możliwe jest użycie innych środków, np. limitowanie połowów, przedłużenie okresu ochronnego, zmiana długości ochronnej ryby, restytucja tarlisk. Masowe zarybianie, stosowane głównie w celu zwiększenia populacji eksploatowanych przemysłowo lub sportowo, może stwarzać niebezpieczeństwo zakłócenia genetycznej różnorodności. Należy zbilansować doraźne korzyści społeczno-ekonomiczne wynikające z zarybiania i ujemne skutki naruszenia naturalnej puli genetycznej. mitochondrialnego DNA pozwala na rozpoznanie istniejących struktur genetycznych w naturalnych i antropogenicznych. Te dwa aspekty czynią tę technikę badań bardzo cenną w zarządzaniu żywymi zasobami, szczególnie gdy jest ono ukierunkowane na zachowanie różnorodności genetycznej.
BIBLIOGRAFIA
Anon. 1995. Kodeks odpowiedzialnego rybolowstwa, Code of Conduct for Responsible Fisheries. Food and Agriculture Organization of the United Nations. Rome.
Arnason, E., S. Palsson i A. Arason 1992. Gene flow and lack of population differentiation in Atlantic cod, Gadus morhua L.. from Iceland, and comparison of cod from Norway and Newfoundland. J. Fish Biol., 40: 751-770.
Avise, J.C., J. Arnold, R.M. Ball, E. Bermingham, T. Lamb, J.E. Neigel, C.A. Reeb i N.C. Saunders 1987. Intraspecific phylogeography: The mitochondrial DNA bridge between population genetics and systematics. Annu. Rev. Ecol. System. 18: 489-522.
Avise, J.C., G.S. Helfman, N.C. Saunders i S.L. Hales 1986. Mitochondrial DNA differentiation in North Atlantic eels: population genetic consequences of an unusual life history pattern. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 83: 4350-4354.
Avise, J.C. 1994. Molecular markers: natural history and evolution, Chapman and Hall, Inc.
Bentzen, P., W.C. Leggett i G.G. Brown 1988. Length and restriction site heteroplasmy in the mitochondrial DNA of American shad (Alosa sapidissima). Genetics 118: 506-518.
Bermingham, E., T. Lamb i J.C. Avise 1986. Size polymorphism and heteroplasmy in the mitochondrial DNA of lower vertebrates. J. Hered. 77: 249-252.
Bermingham, E., S.H. Forbes, K. Friedland i C. Pla 1991. Discriminationbetween Atlantic salmon (Salmo salar) of North American and European origin using restriction analyses of mitochondrial DNA. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 48: 884-893.
Bernatchez, L. i J.J. Dodson 1991. Phylogeographic structure in mitochondrial DNA of the lake whitefish (Coregonus clupeaformis) and its relation to Pleistocene glaciations. Evolution 45(4): 1016-1035.
Billington, N. i P.D.N. Hebert 1991. Mitochondrial DNA diversity in fishes and its implications for introductions. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 48 (suppl. 1): 80-94.
Brown, W.M. 1983. Evolution of mitochondrial DNA: evolution of genes and proteins. M. Nei i R.K. Koehn – (eds.) Sunderland.
Buroker, N.E., J.R. Brown, T.A. Gilbert, P.J.O. O’Hara, A.T. Beckenback, W.K. Thomas i M.J. Smith 1990. Length heteroplasmy of sturgeon mitochondrial DNA: an illegitimate elongation model. Genetics 124: 157-163.
Clayton, DA. 1982. Replication of animal mitochondrial DNA. Cell 28: 693-705.
Dahle, G., i A.G. Eriksen 1990. Spring and autumn spawners of herring (Clupea harengus): Description of protein loci and population data. Hereditas 95: 69-78. .
Fletcher, G.L., M.A. Shears, M.J. King, P.L. Davies i C.L. Hew 1988. Evidence for antifreeze protein gene transfer in Atlantic salmon (Salmo salar). Can. J. Fish. Aquat. Sci. 45(2): 352-357.
Graves, J.E., S.D. Ferris i A.E. Dizon 1984. Close genetic similarity of Atlantic and Pacific skipjack tuna (Katsuwonus pelamis) demonstrated with restriction endonuclease analysis of mitochondrial DNA. Mar. Biol. 79: 315-319.
Graves, J.E. i A.E. Dizon 1989. Mitochondrial DNA sequence similarity of Atlantic and Pacific albacore tuna (Thunnus alalunga). Can. J. Fish. Aquat. Sci. 46: 870-873.
Graves, J.E., M.J. Curtis, PA. Oeth i R.S. Waples 1989a. Biochemical genetics of southern California basses of the genus Paralabrax: specific identification of fresh and ethanol-preserved individual eggs and early larvae. Fish. Bull. 88: 59-66.
Gray, M.W. 1989. Origin and evolution of mitochondrial DNA. Ann. Rev. Cell. Biol. 5: 25-50. Gyllensten, U., D. Wharton, A. Josefsson i A.C. Wilson 1991. Paternal inheritance of mitochondrial DNA in mice. Nature 352: 255-257.
Jorstad, K.E., G. Dahle i O.I. Paulsen 1994. Genetic comparison between Pacific herring (Clupea pallasi) and a Norwegian fjord stock of Atlantic herring (Clupea harrengus). Can. J. Fish. Aquat. Sci. 51 (suppl. 1): 233-239.
Kornfield, I. i S.M. Bogdanowicz 1987. Differentiation of mitochondrial DNA in Atlantic herring. Clupea harengus. U.S. Natl. Fish. Serv. Fish. Bull. 85: 561-568.
La Roche, J., M. Snyder, D.I. Cook, K. Fuller i E. Zouros 1990. Molecular characterization of a repeated element causing large-scale size variation in the mitochondrial DNA of the sea scallop, Placopecten magellanicus. Mol. Biol. Evol. 7: 45-64.
Maclean, N. i D. Penman 1990. The application of gene manipulation to aquaculture. Aquaculture (Genetics in Aquaculture III). T. Gjedrem (ed.) 85(1-4): 1-20.
McVeigh, H.P., R.A. Hynes i A. Ferguson 1995. Mitochondrial DNA differentiation of sympatric populations of brown trout, Salmo trutta L., from Lough Melvin, Ireland. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 52: 1617-1622.
Meland, S., S. Johansen, T. Johansen, K. Haugli i F. Haugli 1991. Rapid disappearance of one parental mitochondrial genotype after isogamous mating in the myxomycete Physarum polycephalum. Current Genet. 19: 55-60.
Meyer, A. 1993. Evolution of mitochondrial DNA in fishes. Biochemistry and molecular biology of fishes, t. 2 (Hochachka i Mommsen – eds.).
Moritz, C., T.E. Dowling i W.M. Brown 1987. Evolution of animal mitochondrial DNA: relevance for population biology and systematics. Ann. Rev. Ecol. Syst., 18: 269-292.
Nei, M. 1987. Molecular evolutionary genetics. Columbia Univ. Press, New York.
O’Connell, M., D.O.F. Skibihski i J.A. Beardmore 1995. Mitochondrial DNA and allozyme variation in Atlantic salmon (Salmo salar) populations in Wales. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 52: 171-178
Ovenden, JR. 1990. Mitochondrial DNA and marine stock assessment: a review. Aust. J. Mar. Freshw Res. 41: 835-853.
Pepin, P. i S.M. Carr 1993. Morphological, meristic, and genetic analysis of stock structure in juvenile Atlantic cod (Gadus morhua) from the Newfoundland Shelf. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 50: 1924-1933.
Prichard, A.E. J.J. Seilhamer, R. Mahalingam, C.L. Sable, S.E. Venuti i D.J. Cummings 1990. Nucleotide sequence of the mitochondrial genome of Paramecium. Nucl. Acids Res. 18: 173-180
Reeb, C.A. i J.C. Avise 1990. A genetic discontinuity in a continuously distributed species: mitochondrial DNA in the American oyster, Crassostrea virginica. Genetics 124: 397-406.
Smith, P.J., A.J. Birley, A. Jamieson i C.A. Bishop 1989. Mitochondrial DNA in the Atlantic cod. Gadus morhua: lack of genetic divergence between eastern and western populations. J. Fish Biol. 34: 369-373.
Vaughn, K.C., L.R. DeBonte i K.G. Wilson 1980. Organelle alteration as a mechanism for maternal inheritance. Science 208: 196-197.
Vawter, L. i W.M. Brown 1986. Nuclear and mitochondrial DNA comparisons reveal extreme rate variation in the molecular clock. Science 234: 194-196.
Ward, R.D., N. Billington i P.D.N. Hebert 1989. Comparison of allozyme and mitochondrial DNA variation in populations of walleye, Stizostedion vitreum. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 46: 2074- 2084.
Warrior, R. i J. Gall 1985. The mitochondrial DNA of Hydra attenuate and Hydra littoralis consists of two linear molecules. Arch. Sc. Geneve 3: 439-445.
Wirgin, I.I., i J.R. Waldman 1994. What DNA can do for you. Fish. 19(7): 16-27.
Zouros, E., K.R. Freeman, A. Oberhauser Ball i G.H. Pogson 1992. Direct evidence for extensive paternal mitochondrial DNA inheritance in the marine mussel Mytilus. Nature 359: 412-414.
Linki:
ftp://ftp.fao.org/docrep/fao/005/v9878l/v9878l00.pdf
http://kbn.icm.edu.pl/pub/kbn/eureka/0105/64c.html