Biologiczne działanie jadów węży
Skoczylas, R., 1970: Biologiczne działanie jadów węży. Kosmos A, t. 19, nr 1 (102), 59—74.
RAFAŁ SKOCZYLAS
BIOLOGICZNE DZIAŁANIE JADÓW WĘŻY
Toksyczne działanie jadów węży znane jest od tysięcy lat. Pierwsze dane na ten temat można znaleźć w egipskich papirusach z okresu około 1600 lat p.n.e. (Leake 1968).
Wielkie „społecznie ujemne” znaczenie węży jadowitych wyraża się ciągle jeszcze dużą liczbą przypadków śmiertelnych wśród pokąsanych ludzi (według raportów Światowej Organizacji Zdrowia 40000 osób ginie rocznie, a dane te nie są kompletne).
Działanie jadów zwierzęcych skupia zainteresowanie wielu ośrodków naukowych, angażując wysiłek setek badaczy i niemałe nakłady finansowe. Wyrazem tych zainteresowań jest wielka i rosnąca wciąż liczba publikacji poświęconych temu zagadnieniu, przynoszących nowe dane o składnikach jadów, metodach ich izolacji i właściwościach.
Konkretny wynik tych badań to znaczny spadek śmiertelności pokąsanych ofiar, np. w Indiach w 1869 r. ginęło średnio 9,4 osób na 100 000 mieszkańców, podczas gdy obecnie około 5,4 osoby (Reid 1968).
Nieczęsto natomiast pojawiają się próby syntezy owego wysiłku badawczego zmierzające do omówienia całości oddziaływań biologicznych jadów na organizm ofiary. Poniższe uwagi są próbą takiego ogólnego omówienia tylko najważniejszych oddziaływań jadów węży — próbą z natury rzeczy bardzo skróconą.
Pod mianem jadu rozumie się te wszystkie substancje pochodzenia organicznego, które wskutek swych właściwości fizykochemicznych, po wprowadzeniu do organizmu ofiary w ilości około 100 mg na 1 kg ciężaru ciała szkodzą mu lub wywołują śmierć. Jad węży jest wydzieliną ich niektórych wyspecjalizowanych gruczołów ślinowych, zwanych gruczołami jadowymi. Wydzielina ta jest mieszaniną substancji organicznych i nieorganicznych, zmienną co do składu i ilości. Wiele czynników może wpływać na właściwości i ilości jadów w gruczołach. Oto niektóre z nich:
1. Stan fizjologiczny węża. U kobry jad działa 10-krotnie silniej po linieniu, niż przed linieniem (Ackermanówna 1948, Sułtanov 1963). Wiąże się to być może z długim niepobieraniem pokarmu przez węża w okresie linienia, a więc nagromadzeniem większych niż normalnie ilości jadu w gruczołach.
2. Wiek węża. Wraz ze wzrostem osobników młodych zwiększają się i ilości pozyskiwanego od nich jadu. Jego toksyczność również wzrasta u niektórych gatunków osiągając swe maksimum w wieku 6 miesięcy u Naja naja, 8 u Agkistrodon contortrix i 9 u Crotalus horridus. Potem następuje jej spadek. Toksyczność jadu form młodocianych może być kilkakrotnie nawet wyższa niż form dorosłych (Minton 1967).
3. Płeć. Jak wskazuje Deoras (1963) u rodzajów Naja i Bungarus samce wydzielają więcej jadu niż samice.
5. Rozmieszczenie geograficzne. Jak podaje Tu et al. (1965), u rodzaju Agkistrodon osobniki pochodzące z Formozy mają jad o innych właściwościach toksycznych niż amerykańskie. Formy Vipera aspis z południowej Francji nie mają w jadzie enzymu oksydazy L-aminokwasowej, natomiast formy tego gatunku z innych terenów enzym ten wydzielają (Zeller 1948).
Ilości otrzymywanego jadu zależą w dużej mierze od wielkości węża i jego gruczołów, chociaż np. u rodzaju Causus, mającego ogromne gruczoły jadowe, sięgające daleko do tułowia, ilości te są niewielkie.
Średnie ilości jadu wyrażone w mg suchej masy otrzymane od kilku pospolitszych gatunków podaje poniższe zestawienie.
Hydrophiidae
Enchydrina scistosa 2,3 — 9,4
Hydrophis fasciatus 3,5
Elapidae
Bungarus multicinctus 4,0
Naja haje 40,0
Crotalidae
Agkistrodon piscivorus 98,0
Bothrops jararacussu 400,0
Crotalus atrox 175,0
Crotalus adamanteus 473,0
Viperidae
Bitis gabonica 500,0
Bitis cornuta 14,0
Vipera ruselli 200,0
Vipera berus 10,0
(wg Kaisera i Michla 1958, Barme 1963, Belluomini 1968).
W suchej masie jadu 90 — 92% stanowią białka (Ghosh i Sarkar 1956). Z uwagi na ich działanie można je podzielić na trzy grupy: a) białka o właściwościach toksycznych, b) białka o właściwościach enzymatycznych i c) białka o nieznanym działaniu biologicznym (Devi 1968). Większość białek jadu stanowią globuliny. Oprócz białek znaleziono w jadzie peptydy i wolne aminokwasy (Schipolini et al. 1965). Jad jest cieczą bezbarwną lub lekko żółtą, o pH obojętnym lub słabo kwaśnym (5,8 — 6,2 u Viperidae i 6,6 — 7,0 u Elapidae wg Grasseta et al. 1956)
Względna lepkość jadu waha się między 1,5 a 2,5, a jego ciężar właściwy wynosi około 1,030 — 1,080. Zarówno pod względem składników organicznych, jak i nieorganicznych jady gatunków blisko stojących mogą znacznie różnić się między sobą. Oto zawartość procentowa niektórych składników w suchej masie jadu u Vipera ruselli i Vipera aspis wg Grasseta et al. (l.c):
Przyjmując u tych gatunków całą ilość białek za 100% stwierdzono następujący udział procentowy ich poszczególnych rodzajów:
Albuminy 57,8 21,3
Globuliny 42,2 48.2
Peptydy — 30,5
Oprócz wymienionych składników, w jadzie często znajdowano bakterie, a niekiedy i pierwotniaki. Pochodziły one prawdopodobnie z dróg wyprowadzających jad na zewnątrz.
Świeży jad daje się przechowywać tylko przez kilka dni, lecz suszony nie traci swych właściwości toksycznych przez wiele lat (jad kobry był aktywny po 26 latach!). Gotowanie jadu przez krótki czas nie powoduje utraty jego toksyczności (Braganca i Quastel 1953). Wiadomo jednak, że niektóre składniki jadu są wrażliwe na podniesioną temperaturę i szybko ulegają inaktywacji. Działanie toksyczne jadów wielu gatunków obniża obecność jonów kobaltu, manganu, niklu i kadmu, natomiast jony wapnia, cynku i magnezu tego wpływu nie ujawniają (Wagner i Prescott 1966). .
Powyższy przegląd danych dotyczących jedynie wybranych cech jadów kilku gatunków węży świadczy o olbrzymiej różnorodności tych trujących wydzielin. Znajduje to wyraz w ich różnorodnym działaniu biologicznym. Oto dawki letalne jadów wybranych gatunków węży dla myszy o ciężarze 20 g wyrażone w mg:
Hydrophiidae
Lapemis hardvickii 4,0
Enchydrina schistosa 2,5
Elapidae
Naja naja 10,0
Naja haje 20,0
(wg Barme i Detrait 1959 i Barme l.c).
Klasyfikacja biologicznego działania jadów jest bardzo trudna i z góry skazana na wielkie niedokładności. Może być ona bowiem z jednej strony zbyt wąska, z drugiej zaś zbyt szeroka (Housay 1930). Zbyt wąska wtedy, gdy te same lub podobne objawy działania jadu zaliczamy do wspólnej kategorii, a w istocie są one skutkiem działania kilku różnych czynników, zbyt szeroka zaś gdyż jeden czynnik toksyczny może wywoływać bardzo różne symptomy zaliczane do kilku grup.
Autorowi tego opracowania wydaje się lepszy podział oparty nie na analizie składników chemicznych jadów, lecz na analizie reakcji fizjologicznych zachodzących w ciele ofiary i kierunku zmian wywołanych podaniem jadu. Podział taki przyjęto przy dalszym omawianiu materiału, wyróżniając następujące rodzaje działań: 1) neurotoksyczne, 2) hemolityczne, 3) na układ krzepnięcia krwi, 4) krwotoczne, 5) kardiotoksyczne. Z innego nieco punktu widzenia wyróżnić można jeszcze działania: 6) ogólne i 7) lokalne.
Działanie neurotoksyczne. Polega na spowodowaniu znacznych zakłóceń w pracy tkanki nerwowej zarówno ośrodkowego układu nerwowego, jak i jego części obwodowej (Boquet 1968). Związane jest ono z występowaniem wielu czynników w jadach różnych gatunków węży. Działanie to objawia się najczęściej silnymi bólami, porażeniem mięśni kończyn, trudnościami w otwieraniu oczu i ust oraz mówieniu, podwójnym widzeniem, ślinieniem się, a wreszcie porażeniem mięśni międzyżebrowych i przepony, co prowadzi niekiedy do bardzo szybkiej śmierci ofiary.
Działanie takie najsilniej jest wyrażone w jadach Elapidae i Hydrophiidae, podczas gdy jady Viperidae i Crotalidae wywierają je w nieco słabszym stopniu.
Początkowo działanie neurotoksyczne wiązano z występowaniem w jadzie Elapidae cholinesterazy. Enzymu tego określonego przez Zellera (l.c.) jako swoista ophiocholinesteraza, a przez Kaisera i Michla (l.c.) jako cholinesteraza E, nie znaleziono jednak w jadzie innych węży. Cechę tę Tu et al (1965) proponują wykorzystać jako ważną systematycznie. Rozkładanie przez ten enzym acetylocholiny wydzielanej w synapsach może zakłócać przenoszenie impulsów nerwowych. Dalsze badania wykazały jednak, że cieplna inaktywacja cholinesterazy w jadzie kobry nie zmniejsza w niczym jego neurotoksycznej aktywności. Wskazywało to, podobnie jak stwierdzenie występowania cholinesterazy tylko u Elapidae, na obecność w jadach węży innych czynników działających neurotoksycznie na organizm ofiary. Znaleziono je w jadach przedstawicieli wszystkich rodzin węży jadowitych.
W jadzie kobry Ghosh wykrył obecność neurotoksyny o działaniu 17-krotnie silniejszym po oczyszczeniu niż czystego jadu. Z uwagi na wywołane objawy nazwano ją „respiratory toxin” lub kobrotoksyną. Jest to białko zasadowe, o punkcie izoelektrycznym leżącym powyżej wartości 9,4, oporne na ogrzewanie, o ciężarze cząsteczkowym 6000 (Ghosh i Chaudhuri 1968). Złożone jest z dwóch składników, z których jeden ma ciężar cząsteczkowy 2500 — 4000. Nie jest wiadome, czy składniki te tworzą wspólny łańcuch białkowy, czy też występują osobno (Devi l.c). Neurotoksyna ta, w odróżnieniu od normalnego jadu, ani nie powoduje skurczu przepony, ani nie hamuje reakcji mięśni na bezpośrednie pobudzenie. Nie zmniejsza też wydzielania ACH przez zakończenia nerwowe. Sugeruje to, że miejscem jej działania mogą być płytki neuromotoryczne, podczas gdy inne składniki jadu działają na struktury presynaptyczne blokując w dużym stężeniu np. przewodzenie w nerwie (Parnas i Russell 1967). Blok nerwowo-mięśniowy wywołany działaniem tej toksyny jest odwracalny. Przypomina to działanie d-tubokuraryny. Zmniejsza ona także depolaryzację płytek końcowych przez ACH (Su et al. 1967). Podobnie działają tzw. bungarotoksyny znalezione w jadzie Bungarus multicinctus. Najbardziej przypomina kobrotoksynę L-bungarotoksyna działająca postsynaptycznie. Łączy się ona nieodwracalnie z receptorem ACH w płytce neuromotorycznej, podczas gdy bungarotoksyny β i γ działają presynaptycznie.
W jadzie niektórych Hydropiidae znaleziono także neurotoksyny. Są to „erabutoksyny a i b” z jadu Laticauda semifasciata i „laticotoksyna” z jadu Laticauda laticauda. Ich ciężar cząsteczkowy wynosi odpowiednio 7430, 7430 i 6250. Wszystkie one są zbudowane z 61 aminokwasów, a różnią się formą kryształów. Wydaje się, że głównie one stanowią o jadowitości obu gatunków. Działanie tych toksyn jest postsynaptyczne Tamiya et al. 1967). Inną neurotoksyną jest wyizolowana z jadu Vipera palestinae „viperotoksyna” o ciężarze cząsteczkowym 11600, zbudowana ze 108 cząsteczek aminokwasów. Tworzą one jeden łańcuch polipeptydowy z 3 wewnątrzcząsteczkowymi mostkami siarkowymi (Moroz et al. 1967). Jest ona szczególnie bogata w miedź, a działa silnie na układ nerwowy wegetatywny (Gitter i de Vries 1968).
W jadzie grzechotników, słabiej działającym neurotoksycznie, odkryto „crotoksynę” o ciężarze cząsteczkowym 30000, złożoną z 18 aminokwasów. Stanowi ona do 60% suchej masy jadu (Kelleway 1939) i składa się z dwóch frakcji o ciężarze cząsteczkowym 12000 i 18000 (Fraenkel i Singer 1956). Krotoksyna ma działanie nie tylko neurotoksyczne, ale i hemotoksyczne, gdyż w jej składzie wykryto fosfolipazę. Zagadnienie to będzie omówione dalej. Frakcję wolną od fosfolipazy nazwano „crotactyną” (Kaiser i Michl l.c). Działa ona prawdopodobnie na mięśnie gładkie. Innym składnikiem jadu grzechotnika zakłócającym pracę mięśni, a być może i tkanki nerwowej, jest „crotamina”. Wywołuje ona ogólne porażenie. Wpływ jadów na ośrodkowy układ nerwowy przejawia się miedzy innymi w szybko następujących po iniekcji zaburzeniach aktywności korowej rejestrowanych na EEG i zupełnym zahamowaniu wkrótce później tej aktywności. Zmiany takie odnotowano pod wpływem jadu kobry (Naja naja), Bitis lachesis oraz grzechotników Crotalus adamanteus i C. atrox (Vick et al. 1967). Z drugiej strony Su et al. (l.c.) przytaczają dane Lee (1963) o stosunkowo wolnym przenikaniu znakowanego promieniotwórczo jadu kobry do ośrodkowego układu nerwowego królika.
Mimo jeszcze wielu niejasności zarówno co do miejsca działania neurotoksyn, jak i co do ich składu, należy uznać, że są one najbardziej niebezpiecznymi składnikami jadów, decydującymi o szybkiej śmierci ukąszonej ofiary.
Działanie hemolityczne. Prowadzi ono do uszkodzenia błon erytrocytów i wydostania się z nich hemoglobiny do osocza. Działanie to charakteryzuje w różnym stopniu jady wszystkich węży, chociaż jego przyczyny mogą być różne. Mówi się więc o dwóch rodzajach działań hemolitycznych: bezpośrednim i pośrednim (Rosenfeld et al. 1968).
Działanie hemolityczne bezpośrednie wiąże się z obecnością w jadzie czynnika DLF (direct hemolytic factor). Jest to zasadowy polipeptyd o ciężarze cząsteczkowym około 2000. Występuje w jadzie Elapidae, brak go natomiast, jak się wydaje, u Viperidae i Crotalidae (Slotta et al. 1967, Gitter i de Vries l.c). Czynnik ten działa na przemyte krwinki, wolne od fosfolipidów osocza krwi. Szczególnie duże jego ilości zawiera jad pszczół. Aktywność jego w jadzie kobry Naja naja jest stokrotnie słabsza niż w jadzie pszczoły. Działanie czynnika DLF przyśpiesza obecność enzymu fosfolipazy w jadzie. Jest to tzw. „indirect hemolytic factor”. Znaleziono go w jadzie wszystkich węży, a nawet w ślinie uchodzącego za gatunek niejadowity węża zaskrońca Natrix natrix (Kaiser i Michl. l.c).
Fosfolipaza odszczepia cząsteczkę kwasu tłuszczowego od cząsteczki lecytyny, powodując jej przejście w silnie hemolityczną lizolecytynę. Uwolniona lizolecytyna powleka jednocząsteczkową warstwą powierzchnię erytrocytów i niszczy ich strukturę. Tak więc w działaniu hemolitycznym fosfolipazy można wyróżnić dwa etapy: I — działanie na lecytynę krwi i przeprowadzenie jej w lizolecytynę i II — działanie lizolecytyny na krwinki (Devi l.c.). Z uwagi na miejsce działania fosfolipazy przy pierwszym atomie węgla w cząsteczce lecytyny określa się tę formę jako fosfolipazę A, o ciężarze cząsteczkowym około 32000. Enzym ten nie jest jednak identyczny w jadach różnych gatunków węży. Ostatnio badaczom japońskim udało się wykryć dwa rodzaje fosfolipazy, opisane jako formy A-I (zasadowa) i A-II (obojętna) — Ghosh i Chaudhuri (l.c.) i Sarkar i Devi (1968). Oprócz fosfolipazy A, w jadzie niektórych gatunków australijskich znaleziono i formę В działającą przy kolejnym drugim atomie węgla (Doery i Pearson 1964). Aktywność fosfolipazy A zachodzi tylko w obecności fosfolipidów osocza krwi, stąd różna intensywność jej hemolitycznego działania. Na przykład jad Vipera palestinae, mimo znacznych ilości tego enzymu, wywołuje tylko zmiany kształtu czerwonych krwinek ssaków, czyniąc je kulistymi. Wskazuje to na zatrzymanie procesu hemolizy pośredniej na pewnym etapie, być może związane ze zbyt małymi ilościami fosfolipidów w osoczu (Gitter i de Vries l.c.).
Wrażliwość krwinek na działanie hemolityczne zależy też od stosunku letycyny do cholesterolu w błonie erytrocytu. Na przykład jad kobry nie hemolizuje krwinek wołu, owcy, kozy, gdyż brak w nich lecytyny, a działa silnie na krwinki psa, kota, królika, człowieka, kaczki i kury — bogatych w ten związek. Przyjmując wrażliwość krwinek Rhesus na hemolityczne działanie jadu Bothrops jararaca za 100, wrażliwość krwinek owcy i myszy wynosi tylko 65, podczas gdy na jad Bothrops cotiara krwinki szczura maja, wrażliwość 80, Rhesus — 5, a owcy — 0 (Rosenfeld et al. l.c).
U grzechotnika fosfolipaza A występuje w powiązaniu z neurotoksyną jako tzw. „crotoksyna”.
Wielu autorów podkreśla trudne do interpretacji, a niekiedy nawet sprzeczne wyniki dotyczące działania hemolitycznego jadów, со wskazuje na potrzebę dalszych badań w tym zakresie. Trzeba tu dodać, iż działanie fosfolipazy nie ogranicza się tylko do krwinek czerwonych, ale podlegają mu i inne składniki morfotyczne krwi, a mianowicie leukocyty i płytki krwi. Powstająca zaś lizolecytyna działa na komórki różnych narządów, со zostanie omówione dalej.
Działanie na układ krzepnięcia krwi. Działanie to może być dwojakiego rodzaju. Jady jednych grup aktywują układ krzepnięcia (Viperidae i Crotalidae) powodując powstawanie skrzepów, innych (Elapidae) — hamują krzepnięcie krwi. Wiąże się to z obecnością w jadach wielu enzymów o działaniu proteolitycznym, przy czym sądzi się, że jady o umiarkowanej aktywności proteolitycznej silnie ścinają krew, podczas gdy te o aktywności wyższej mogą hamować krzepnięcie. W pierwszym przypadku może dojść do śmierci ofiary na skutek zatkania naczyń krwionośnych przez powstające skrzepy i zahamowania krążenia w niektórych okolicach, w drugim — do silnych krwotoków. Klasyfikacja ta nie jest jednak taka prosta. Komplikuje ją fakt występowania zjawisk paradoksalnych, polegających na wykazywaniu przez niektóre jady obydwu tych działań. Duże znaczenie może tu mieć dawka jadu oraz sposób badania jej wpływu (wyniki eksperymentów przeprowadzonych in vitro często nie potwierdzają danych otrzymanych in vivo). Dlatego tez przy interpretacji wyników wskazana jest wielka ostrożność.
Koagulujące działanie jadów może być dwóch typów. Pierwszy z nich polega na pobudzaniu przejścia fibrynogenu w fibrynę. Jest to więc działanie trombinopodobne. Cechuje ono jady węży z rodzaju Bothrops, Crotalus, a także żmiję Vipera berus (Devi l.c, Rosenfeld et al. l.c). Podobieństwo działania ich jadów do trombiny jest jednak niezupełne, gdyż enzym ten odszczepia od cząsteczki fibrynogenu dwa fibrynopeptydy określane jako A i B, podczas gdy zawarta w jadzie „reptilaza” — tylko pierwszy z nich (Gitter et al. l.c).
Powyższe działanie jadu z powodzeniem wykorzystano w lecznictwie ludzi cierpiących na brak we krwi czynników V, VII i protrombiny. Podawanie niektórych izolowanych frakcji jadu Bothrops jararaca było skuteczne w około 98% przypadków (Klobusitzky 1962).
Drugi typ działania koagulującego jest związany z wpływami jadu na wcześniejsze ogniwa układu krzepnięcia i polega na ułatwianiu przejścia protrombiny w trombinę. Przypomina więc ono tromboplastynę. Działanie takie charakteryzuje jad Notechis scutatus, Echis colorata, a szczególnie Vipera ruselli. Dokładniejsza analiza wykazała, że jad tej ostatniej uczestniczy w aktywacji czynnika X (Ghosh i Chaudhuri l.c), działając jak czynnik VII, VIII i IX łącznie (Boquet l.c). Okazało się jednak, że jad Vipera ruselli ma także przeciwne działanie, polegające na hamowaniu krzepnięcia krwi na drodze zaburzeń w układzie trombina-fibrynogen. Wpływ ten występuje jednak tylko przy większych dawkach jadu. Być może, iż w jadzie tym występują obok siebie dwa różne składniki albo że jad po dostaniu się do ciała ofiary ulega rozfrakcjonowaniu (Gitter i de Vries l.c). Interesujące tłumaczenie podobnego zjawiska z jadem Bothrops jararaca przytacza Rosenfeld et al. (l.c). Przy małych dawkach tego jadu działa on pobudzająco na krzepnięcie i powstają skrzepy, przy umiarkowanych — skrzepy te ulegają szybkiemu rozkładowi pod wpływem jadu, a przy dużych dawkach fibrynogen ulega lizie przed swą konwersją w fibrynę. Wynikiem tego jest brak krzepnięcia krwi.
Nieco podobnie działa jad Akgistrodon rhodostoma. Rozkłada on fibrynogen, ale w odmienny sposób niż trombina. Reakcji tej bowiem nie hamuje heparyna, a powstające skrzepy są nietrwałe i łatwo ulegają dezintegracji. Wynikiem tego jest fibrynogenopenia i u ludzi krew traci zdolność krzepnięcia, średnio na przeciąg 6 — 7 dni. Tak długotrwałe pozbawienie zdolności krzepnięcia jest wynikiem albo zahamowania syntezy fibrynogenu w wątrobie, albo bardzo długotrwałego działania jadu we krwi. Sugestia pierwsza wydaje się jednak niesłuszna, gdyż wszechstronne badania wątroby chorych wykazały pełną jej sprawność, zdolność natomiast krzepnięcia przywrócona natychmiast po podaniu surowicy odpornościowej przemawia za drugą hipotezą (Reid 1967).
Zupełnie odmiennie — antykoagulująco działa jad kobry. Nie jest to działanie fibrynolityczne, gdyż dodanie trombiny do próbek krwi z jadem powoduje powstanie normalnego skrzepu. Świadczy to natomiast o wpływie jadu na wcześniejsze etapy procesu krzepnięcia. Polega on prawdopodobnie na zahamowaniu przejścia protrombiny w trombinę lub reakcji z samą protrombiną (Rosenfeld et al. l.c). Reakcja ta zachodzi, być może, przy udziale jakiegoś kofaktora z surowicy (Devi et al. 1956) lub jest związana z obecnością w jadzie inhibitora tromboplastyny. Możliwa jest też destrukcja tromboplastyny przez jad (Devi l.c).
Działanie krwotoczne. Z zaburzeniami w układzie krzepnięcia krwi ma związek działanie jadów na stan naczyń krwionośnych. Może ono polegać albo na wzroście przepuszczalności ścian naczyń włosowatych, albo na rozległych uszkodzeniach śródbłonka.
W przypadku pierwszym obserwujemy powstanie obrzęków. Czynnikami powodującymi zmiany w przepuszczalności naczyń są uwalniane pod wpływem jadu histamina i hydroksytryptamina, jak wykazali to Fearn et al. (1964). Nie bez znaczenia jest tu też rozkład przez jad substancji cementujących komórki śródbłonka i przechodzenie tą drogą np. erytrocytów do przestrzeni okołonaczyniowych, co przypomina diapedezę (Gitter i de Vries l.c. wg Fultona 1956).
Polega ono na wywoływaniu zmian w stanie fizjologicznym mięśnia sercowego, które prowadzą do zwolnienia lub zahamowania jego akcji. Działanie takie wywierają jady wielu gatunków, należących do różnych grup systematycznych. Ustalenie przyczyn takiej reakcji serca ofiary jest jednak trudne. Duża liczba jadów wykazuje wpływ na serce podobny do działania nerwów przywspółczulnych. Obustronna vagotomia badanych psów znosiła hamujący wpływ jadu na ich serce (Vick et al. l.c). Wskazuje to na możliwość tylko pośredniego działania niektórych jadów na serce przez wywoływanie zakłóceń w akcji unerwiającego je aparatu wegetatywnego. Byłoby to więc jeszcze jedno działanie neurotoksyczne omówione wyżej.
Istnieją też takie składniki jadów, które działają na mięsień sercowy bezpośrednio. Jednym z nich jest „kardiotoksyna” wyizolowana z jadu kobry. Jest to ciepłochwiejne białko, o punkcie izoelektrycznym 8,7 inaktywowane przez ultrafiolet. Działanie jej polega na bezpośrednim wpływie na plazmę włókien mięsnych serca. Nie wywiera ona natomiast wpływu ani na błonę tych włókien, ani na tkankę nerwową serca (Ghosh i Chaudhuri l.c, Devi l.c). Mechanizm działania tej toksyny nie został jeszcze dokładniej poznany.
Silny wpływ na serce wywierają też jady afrykańskich węży z rodzaju Dendroaspis (Mamby). Przeprowadzone próby na sercu mięczaka Marcenaria marcenaria wykazały, że jad Dendroaspis polylepis działa wyraźnie hamująco w stężeniu 10-6. Podziałanie na serce Mytylonem (benzoquinonium) przed podaniem jadu całkowicie znosiło ten jego hamujący wpływ, co pozwoliło stwierdzić, że owym hamującym czynnikiem na akcję serca jest acetylocholina. Jej zawartość w jednym gramie suchego jadu wynosiła 7 — 30 mg (Welsh, 1967). Z drugiej strony w jadzie mamb występują jedynie znikome ilości cholinesterazy. W jadzie kilku innych gatunków (Bungarus bungarus, Naja naja, Vipera ruselli, Bitis gabonica, Crotalus horridus) ACH nie znaleziono wcale lub tylko niewielkie jej ilości.
Zwolnienie akcji serca może też mieć związek z występowaniem w jadzie wspomnianej już fosfolipazy A powodującej uwalnianie się histaminy z tkanek pod wpływem lizolecytyny. Również adenozynotrójfosfataza rozkładająca ATP może zakłócać akcję serca, podobnie jak uwalniające się pewne związki adenilowe.
Trzeba dodać, że jady niektórych węży wywierają i pobudzający wpływ na serce. Na przykład jad węża morskiego Laticauda laticauda w stężeniu 0,005 — 0,01% przyśpiesza nieznacznie rytm izolowanego serca żaby. Wpływu tego jednak nie zanotowano na sercu królika (Tu 1967).
Działanie ogólne. Zaburzeniom pracy serca towarzyszą też zmiany stanu naczyń krwionośnych. Oba te zespoły zjawisk prowadzą do wystąpienia reakcji ogólnie zwanej szokiem. Jego objawy to znaczny spadek ciśnienia tętniczego krwi na skutek rozszerzenia się naczyń obwodowych i zalegania dużych mas krwi w naczyniach płuc, wątroby i śledziony (Vick et al. l.c). Zmiany te mogą się stać przyczyną śmierci ofiary. Duży udział w rozszerzaniu naczyń ma uwalniana histamina. Jednym z objawów szoku jest naruszenie równowagi homeostatycznej organizmu, polegające na uwalnianiu do krwi glukozy z glikogenu magazynowanego w wątrobie. Działanie jadów węży nie jest tu jednak jednoznaczne. Jad węża morskiego Laticauda semifasciata daje taką reakcję u królika (Tu 1961). Potwierdza to też Boquet (l.c.) mówiąc o niektórych Elapidae i Viperidae. Przeciwnie natomiast działa jad Walterinesia aegyptii. Pod jego wpływem ilość glukozy we krwi szczurów maleje. Następuje to prawdopodobnie na skutek uwalniania insuliny albo hamowania wyrzutu diabetogenicznego czynnika z przedniego płata przysadki mózgowej. Do działań ogólnych zaliczyć też należy uwalnianie z krwi czynnego polipeptydu bradykininy mającego swój udział w obniżaniu ciśnienia krwi po ukąszeniu. Dalsze jego działanie omówiono niżej. Białka różnego rodzaju zawarte w jadach mają też charakter antygenów, a ich obecność we krwi powoduje powstawanie swoistych przeciwciał. Utrzymuje się przekonanie, że neurotoksyny mają znacznie mniejsze właściwości antygenowe niż inne składniki jadu (Moroz et al. l.c), co wiąże się z ich stosunkowo małym ciężarem cząsteczkowym.
Jady form młodocianych grzechotników mają mniejsze właściwości antygenowe niż form dorosłych, przy czym notowane zmiany w immunogramach nie są skorelowane ze zmianami w toksyczności jadu związanymi z wiekiem (Minton l.c).
Zjawisko tworzenia się przeciwciał w krwi pokąsanych zwierząt wykorzystano w lecznictwie. Produkowane są surowice dwóch rodzajów: jednoważne przeciwko jadowi określonego gatunku węża i wieloważne działające przeciwko jadom kilku gatunków. Te ostatnie są zresztą znacznie słabsze.
Działanie lokalne. Przez działania lokalne rozumiemy takie działania jadu, których skutki są widoczne w miejscu ukąszenia lub jego bezpośrednim sąsiedztwie, wkrótce po ukąszeniu. Działaniom tym towarzyszą takie objawy, jak silny ból, obrzęk a niekiedy mniej lub bardziej rozległa martwica tkanek. Obumieranie komórek w okolicy ukąszenia wiąże się z jednoczesną akcją wielu czynników. Dużą rolę odgrywają tu enzymy proteolityczne. Na przykład proteaza zawarta w jadzie Trimersurus flavoviridis działa silnie myolitycznie na mięśnie świnki morskiej. Działanie takie ma też jad węży morskich Hydrophiidae. Rozpadowi włókien mięsnych towarzyszy tu uwalnianie się mioglobiny, która już po 3 — 5 godzinach pojawia się w moczu ukąszonego zwierzęcia (myoglobinuria) (Barme 1968).
Wyłączenie jednak aktywności enzymów proteolitycznych przez ich cieplną inaktywację nie przerywa działania nekrotycznego jadu, które jest kontynuowane przez wymienianą już lizolecytynę, uwalnianą przez fosfolipazę. Ten wszechstronnie działający enzym zakłóca też pracę mitochondriów (Sarkar i Devi l.c).
Zmiany nekrotyczne tkanek są więc związane nie tylko z lizą błon komórkowych, ale także z zaburzeniami w metabolizmie komórek. Działa tu między innymi oksydaza L-aminokwasowa. O jej wielkiej aktywności u węży świadczy tzw. liczba obrotów wynosząca 3100, podczas gdy liczba ta dla enzymu innych zwierząt wynosi zaledwie 6 (Sarkar i Devi l.c). Oksydaza ta aktywuje inne enzymy zawarte w jadzie jak i wewnątrzkomórkowe katepsyny. Szczególnie duże jej ilości zawierają jady Solenoglypha (Crotalidae i Viperidae), u których może stanowić 1 — 3% suchej masy jadu. Jej aktywność wyrażana w liczbach umownych przedstawia się według Zellera (l.c.) następująco:
Bungarus fasciatus 230 Borthrops jararaca 750
Naja haje 250 Vipera aspis 610
Elaps corallinus 10
O udziale tego enzymu w powstawaniu martwicy świadczą dalsze obserwacje tego autora nad jadem różnych form Vipera aspis. Osobniki z południowej Francji wydzielają jad biały, pozbawiony oksydazy L-aminokwasowej, nie wywołujący martwicy, gdy jad innych form tego gatunku, bogaty w enzym, wywiera silnie działanie nekrotyczne.
Wiele enzymów zawartych w jadach hamuje pobieranie tlenu przez komórki, blokuje system przenoszenia elektronów i glikolizę, rozkłada ATP, a wszystkie te zakłócenia mogą prowadzić do martwicy tkanek.
Ciekawe oddziaływanie jadu na niektóre komórki tkanki łącznej wykryli ostatnio Higginbotham i Clark (1967). Jad Vipera ruselli i mocassyna wodnego dostając się do przestrzeni podskórnych wywołuje daleko idące zmiany w komórkach tucznych, które w bardzo szybki, eksplozyjny sposób wyrzucają duże ilości ziarnistości zawierających heparynę. Łączy się ona z toksycznymi składnikami białkowymi jadu w kompleks kwaso-zasadowy. Kompleks ten, jak wykazano przy pomocy znakowania fluoresceiną jest wchłaniany następnie przez inne komórki tkanki łącznej, a także przez limfocyty. Można więc przyjąć, że heparyna ma w tym przypadku działanie obronne, znacznie zmniejszające wpływ jadu na otaczające tkanki.
Wobec powszechności występowania komórek tucznych u bezkręgowców, jak i u kręgowców ich funkcje ochronne należy traktować według wymienionych autorów jako „prymitywny typ mechanizmu obronnego, filogenetycznie wyprzedzający rozwój wszystkich innych bardziej wyspecjalizowanych”. Działaniom lokalnym sprzyja też akcja bradykininy. Ten peptyd, zbudowany z 9 zaledwie aminokwasów, uwalnia się pod wpływem jadu z zawartego w osoczu krwi nieczynnego prekursora — bradykininogenu. Bradykinina działa silnie na naczynia włosowate, zwiększając ich przepuszczalność. Ułatwia to przedostawanie się do krwi toksycznych składników jadu, a dalej ich dyfuzję do tkanek w odległych okolicach, np. w sercu albo w układzie nerwowym.
Poza tym bradykinina wywołuje skurcze mięśni gładkich w jelicie i macicy (Diniz 1968). Rozprzestrzenianiu się jadu w miejscu ukąszenia sprzyjają przede wszystkim tzw. „spreading factors” (czynniki rozprzestrzeniania). Same one nie są, podobnie jak bradykinina, toksyczne. Jednym z nich jest enzym hyaluronidaza — mukopolisacharyd depolimeryzujący kwas hyaluronowy, który dzięki swej lepkości stanowi substancję cementującą elementy tkanki łącznej. Mechanizm działania tego enzymu jest bardzo ciekawy. Obecna we krwi wielu zwierząt tzw. „antyinwazyna I” jest jego inhibitorem i być może unieczynniałaby ona hyaluronidazę skutecznie, gdyby nie obecność w jadzie „proinwazyny I”.
Ciało to inaktywuje surowiczą antyinwazynę I, sprzyjając działaniu hyaluronidazy. Mechanizmy obronne organizmu nie wyczerpują się na tym. Krew zawiera jeszcze „antyinwazynę II” niszczącą proinwazynę I, co stwierdzono bez wątpliwości. Natomiast dyskutowane jest istnienie dalszych ciał z tej serii, to jest „proinwazyny II” i „antyinwazyny III”.
Podobne działanie wywiera także chondroitynaza, rozkładająca siarczan chondroityny, który jest jednym z ważnych składników tkanki łącznej. Przypuszcza się, że istnieją jeszcze dalsze spreading factors. Wszystkie one jednak działają podobnie, sprzyjając rozprzestrzenianiu się jadów w tkankach, i umożliwiają kontakt zawartych w nich enzymów z większą powierzchnią komórek. Niesłychane bogactwo różnych rodzajów oddziaływań jadów węży na organizm ofiary nie jest możliwe do omówienia w tym ogólnym przeglądzie. Trudność ta wynika także z tego, że badania jadów szybko postępują naprzód, czego wyrazem jest wzrastająca liczba publikacji i szybko zmieniające się dane o szczegółach. Dlatego wymieniono tu tylko najważniejsze z tych działań.
Charakteryzując cztery główne grupy węży jadowitych od strony sposobu działania ich jadów, można powiedzieć co następuje: grupę Proteroglypha, a więc Elapidae i Hydrophiidae charakteryzuje silne działanie neurotoksyczne ich jadu dzięki zawartym w nim neurotoksynom oraz działanie hemolityczne. Cytolityczne i krwotoczne działanie jest natomiast słabsze. Jady Solenoglypha (Crotalidae i Viperidae) działają silnie lokalnie, powodując martwice, hemolitycznie i krwotocznie. Słabiej zaznacza się tu działanie neurotoksyczne (Ghosh i Chaudhuri l.c). Ostateczny wynik skomplikowanych i rozlicznych działań jadu na organizm ofiary zależy od dużej liczby czynników. Starano się określić je dla ludzi. Pierwsza ich grupa związana jest z organizmem węża. Wymienić tu należy:
1. Ilość wydzielonego jadu. Tylko w połowie przypadków ilości te są wystarczające aby zagrozić życiu pokąsanego (dane dla 5 pospolitych gatunków azjatyckich: Agkistrodon rhodostoma, Bungarus coeruleus, Echis carinatus, Naja naja i Vipera ruselli — Reid (l.c.). Dla niektórych węży amerykańskich wskaźnik ten jest jeszcze mniejszy (Bothrops atrox 35%, B. jararaca — 18%), podczas gdy dla innych nieco większy (Bothrops jararacussu — 64%, Crotalus adamanteus — 61% — Belluomini (l.c).
2. Długość czasu, w jakim wąż gryzł, głębokość ukąszeń i ich ilość.
3. Stan gruczołu jadowego i stopień jego wypełnienia.
4. Stan zębów jadowych.
5. Stopień pobudzenia węża.
6. Obecność w gębie węża bakterii, które dodatkowo mogą stać się przyczyną zaburzeń.
7. Gatunek i wielkość węża.
Drugą grupę stanowią czynniki zależne od organizmu ofiary, będą to:
8. Wiek, stan zdrowia i kondycja.
9. Odporność organizmu lub jego uczulenie (anafilaksja).
10. Miejsce ukąszenia i ruch ofiary.
11. Brak lub rodzaj odzieży.
12. Stan psychiczny ofiary.
13. Rodzaj udzielonej pierwszej pomocy.
(wg Klaubera 1956 — nieco zmienione).
Pamiętać jednak trzeba, że czynniki te określone dla ofiar ludzkich są rożne dla zwierząt stanowiących naturalną zdobycz węży jadowitych.
Przede wszystkim organizmy te są znacznie mniejsze, a więc wskaźnik ukąszeń z wprowadzeniem do ciała ilości jadu niezbędnych do uśmiercenia będzie tu odpowiednio wyższy. Odrzucić też trzeba te wszystkie czynniki, które wynikają z ludzkiej cywilizacji. Pozostałe wydają się być wspólne dla wszystkich rodzajów ofiar.
W ocenie biologicznego znaczenia jadów węży trzeba uwzględnić ich udział z jednej strony w pozyskiwaniu pokarmu, a z drugiej — w rozkładzie jego struktury na elementy prostsze. Typ uzębienia i aparatu gębowego węży uniemożliwia większości z nich wstępną rozdrabniającą obróbkę mechaniczną pokarmu i wymaga pobierania go w całości. Aby to mogło nastąpić, ofiara musi być częściowo lub całkowicie unieruchomiona. Skrajnym tego przykładem jest zjadanie martwej zdobyczy. Uśmiercenie jej może nastąpić na drodze mechanicznej — przez uduszenie w splotach węża. Sposób ten, wymagający stoczenia walki z ofiarą, a со za tym idzie — dużych nakładów energetycznych, charakteryzuje tylko niewielką liczbę gatunków. Bardzo wąska specjalizacja prowadzić może do pobierania pokarmu absolutnie nieruchomego, jakim są jaja ptasie zjadane przez przedstawicieli grupy Dassypeltinae. Jednakże już nawet u tych form notuje się obecność w ślinie ciał białkowych toksycznie działających na ofiarę.
Są to więc prymitywne formy specjalizacji odmiennej, polegającej na działaniach chemicznych, mimo że w ślad za nimi nie idą tu jeszcze odpowiednie przystosowania anatomiczne. Te ostatnie polegają bowiem na daleko idących zmianach aparatu gębowego, a w szczególności zębów. Według Anthonyego (1955) ewolucja tych części szła w kierunku zmniejszania się ilości zębów przy jednoczesnym wzroście różnic w ich wymiarach (heterodoncja). Największe zęby są umieszczone z przodu szczęki (proterodoncja) lub na jej tyle (opisthodoncja). Jednocześnie zmieniała się struktura samych zębów, od form rowkowanych do kanałowych. Zmianom w zębach towarzyszyły zmiany w długości kości szczękowej, która ulegała skracaniu.
Już więc same badania anatomiczne wskazują na istnienie specjalizacji w zdobywaniu pokarmu, polegającej na wprowadzeniu do zadanych ran toksycznie działających składników i uśmiercaniu zdobyczy drogą oddziaływań fizjologicznych. Obserwacje te potwierdzają spostrzeżenia nad działaniem śliny pochodzącej z gruczołów ślinowych surowiczych — węży z grupy Colubridae — Aglypha. Podanie tej śliny domięśniowo lub dootrzewnowo drobnym ssakom lub ptakom może wywołać objawy podobne do działania neurotoksycznego (drgawki, zwolnienie ruchów oddechowych, porażenie a w konsekwencji śmierć) (Phisalix 1914, Phisalix i Caius 1916, 1917 a, b).
Te pozornie niejadowite formy stanowią prawdopodobnie ogniwo przejściowe w ewolucji sposobów zdobywania pokarmu prowadzące do powstania „prawdziwych” węży jadowitych. Jest to zgodne z poglądami Johnsona (1956) о rozwoju Elapidae od Colubridae opartymi o dane anatomiczne.
Działanie jadu polegające na zabiciu zdobyczy i w ten sposób przygotowaniu pokarmu do jego pobrania jest związane, jak się wydaje, głównie z bardzo szybkim działaniem toksyn.
Drugą ważną grupą ciał białkowych jadów są, o czym wspomniano, enzymy. Enzymy te to hydrolazy. Wyjątek stanowi oksydaza L-aminokwasowa, będąca jedynym enzymem soków trawiennych zwierząt, który do hydrolaz nie należy (Zeller l.c., Sarkar i Devi l.c.). О pewnych enzymach już wspomniano, warto jednak do problemów tych powrócić.
Najliczniej są w jadach reprezentowane enzymy proteolityczne. Spotyka sieę je u wszystkich gatunków (Boquet l.c.). Uczestniczą one w szeregu działań na białka krwi, a także w reakcjach lokalnych polegających na cytolizie. Najbogatsze są w nie jady Crotalidae, nieco mniej mają ich Viperidae, a najmniej Elapidae (Tu et al. 1967, Saritar i Devi l.c.). Są one odmienne od trypsyny, chymotrypsyny i trombiny. Brak jest korelacji między poszczególnymi rodzajami węży, a występowaniem tych enzymów (Tu et al. 1965, 1967). Drugą liczną grupę enzymów stanowią mono-, di- i polifosfatazy oraz nukleotydazy i nukleazy. Także i one uczestniczą wskutek, np. zakłócenia glikolizy, w zmianach lokalnych, a także przez rozkład ATP i NAD — w powstawaniu szoku.
Działanie fosfolipazy, hyaluronidazy i cholinesterazy omówiono szczegółowo wyżej. Nie stwierdzono natomiast w jadach węży karboksy- i aminopeptydaz (Tu et al. 1965, Wagner i Prescot l.c.). Jak widać, w jadach zawarte są enzymy zdolne do rozkładu na związki prostsze tych wszystkich substancji o złożonej budowie, które stanowią główną masę ciała ofiary. Działanie takie jest więc szczególnym rodzajem trawienia zachodzącego początkowo poza organizmem drapieżcy a przebiegającego tylko w ciele ofiary. Znaczenie działania jadu jako soku trawiennego jest, niestety, najsłabiej poznane. Utrzymuje się pogląd, że trwa ono dalej w ciele połkniętej i martwej zdobyczy, już na terenie przewodu pokarmowego węża, i przyspiesza działanie enzymów zawartych w soku żołądkowym. Brak jest jednak przekonujących danych eksperymentalnych na potwierdzenie tej tezy, zwłaszcza że gatunki jadowite trawią pokarm bez zaburzeń, nawet wtedy, gdy ich gruczoły jadowe lub zęby są operacyjnie usunięte. Таk więc wydaje się, że główne zadanie jadów polega na zabiciu ofiary i ze w tym kierunku szla specjalizacja węży, a działanie trawienne, jakkolwiek prawdopodobnie pierwotniejsze ma tu mniejsze znaczenie.
LITERATURA
[1] Ackermanówna J. — Gruczoły jadowe i jady zwierzęce, Kosmos ser. В, 66: nr 1, 1948.
[2] Anthony J. — Esai sur l’evolution anatomique de l’appareil venimeux des ophidiens, Ann. Sci. Nat. Zool., ser. 11, 17, 7—53, 1955.
[3] Barnie M. — Venomous sea snakes of Vietnam and their venoms. In, Venomous and Poisonous Animals and Noxious Plants of the Pacyfic region, Keegan H. L. and Macfarlane W. V., editors Pergamon Press. Oxford, 1963.
[4] Barme M., Detrait J. — Etude de la composition des venins des Hydrophiides, Comp. Rendus des Seances de l’Acad. des Sci. 248: 312—315, 1959.
[5] Barme M. — Venomous sea snakes (Hydrophiidae). Venomous Animals and their Venoms, vol. 1. Acad. Press. N.York, London, 286—308, 1968.
[6] Belluomini H. E. — Extraction and quantities of venom obtained from some Brasilian snakes, ibid., 97—117, 1968.
[7] Boquet P. — Pharmacology and toxicology of snake venoms of Europa and the Mediterranean Region, ibid., 340—357, 1968.
[8] Braganca B. N., Quastel J. H. — Enzyme inhibitions by snake venoms, Bioch. J., 53: 88—102, 1953.
[9] Deoras P. J. — Studies on Bombay snake farm venom yield records and their probable significance. Venomous and Poisonous Animals and Noxious Plants of the Pacyfic region, Keegan H. L. and Macfarlane W. V., editors Pergamon Press. Oxford, 1963.
[10] Devi A., Mitra S. N., Sarkar N. K. — Anticoagulating action of cobra venom. Venoms, Buckley E. E., Porges N., editors, A.A.A.S. Washington, p. 217, 1956.
[11] Devi A. — The protein and nonprotein constituents of snake venoms. Venomous Animals and their Venoms, vol. 1., 119—165, Acad. Press. N. Y., London, 1968.
[12] Diniz C. R. — Bradykinin formation by snake venoms, ibid. 217—227, 1968.
[13] Doery H. M., Pearson J. E. — Phospholipase B in snake venoms and bee venom, Bioch. J. 92: 599—602, 1964.
[14] Duguy R. — Recherches sur le venin de Vipera ursinii, Ann. l’lnst. Pasteur. 81: 361—363, 1951.
[15] Fearn H. J., Smih C, West G. B. — Capillary permeability responses to snake venoms, J. Pharmacy and Pharmacol. 16: 79—84, 1964.
[16] Fraenkel-Conrat H., Singer B. — Fractionation and composition of crotoxin, Arch. Bioch. 60: 64—73, 1956.
[17] Ghosh B. N., Sarkar N. K. — Active principles of snake venoms. Venoms, Buckley E.E., Porges N. editors, A.A.A.S. Washing, p. 189. 1956.
[18] Ghosh B. N., Chaudhuri D. K. — Chemistry and biochemistry of the venoms of Asiatic snakes. Venomous Animals and their Venoms, vol. 1., 577—610. Acad. Press. N. Y., London, 1968.
[19] Gitter S., de Vries A. — Symptomatology, pathology and treatment of bites by Near Eastern Europeans and North African snakes, ibid. 359—401, 1968.
[20] Grasset E., Brechbuhler T., Schwartz D. E., Pongratz E. — Comparative analysys and electrophoretic fractionations of snake venoms with special reference to Vipera ruselli and Vipera aspis venoms. Venoms, Buckely E. E., Porges N., edit. A.A.A.S. Washington, p. 153, 1956.
[21] Higginbotham R. D., Clark J. M. — Significance of the local tissue responses to venoms in normal and in sensitized mice. In Animal Toxins. Russel F. E., Saunders P. R., Pergamon Press. Oxford, London. Eddinburgh. N. Y., 1967. .
[22] Housay B. A. — Classyfication des actions des venins de serpents sur l’organisme animal, C. R. des Seances Soc. Biol. 105 nr. 3: 308—310, 1930.
[23] Johnson R. G. — The orygin and evolution of the venomous snakes. Evolution 10: 56—65, 1956.
[24] Kaiser E., Michl H. — Die Biochemie der trierischen Gifte, Franz. Deuticke Wienn, 1958,
[25] Kellaway C. H. — Animal poisons. Ann. Rev of Biochem. 8: 541—556, 1939.
[26] Klauber L. M. — Some factors affecting the gravity of rattlesnake bite. Venoms, Buckley E. E., Porges N., editors, A.A.A.S. Washington, 1956.
[27] Klobusizky D. — J. Amer. Med. 179: 984, 1962.
[28] Kochva E., Gans C. — The structure of the venom gland and secretion of venom in viperid snakes. Animal Toxins, edited by Russel F. E. and Saunders P. R., Pergamon Press. Oxford 115—203, 1967.
[29] Leake Ch. D. — Development of knowledge about venoms. Venomous Animals and their Venoms, vol. 1. Acad. Press. N. York, London. 1—12, 1968.
[30] Minton S. A. — Observations on toxity and antigenic makeup of venoms from juvenile snakes. Animal Toxins, edited by Russel F. E. and Saunders P. R., Pergamon Press Oxford, London, 211—222, 1967.
[31] Moroz Ch., Grotto L., Goldblum N., de Vries A. — Enhancement of immunogenicity of snake venom neurotoxins, ibid. 299—302, 1967.
[32] Parnas I., Russel F. E. — Effects of venoms on nerve muscle and neuromuscular junction, ibid. 401 — 415, 1967.
[33] Phisalix M. — Proprietes venimeuses de la salive parotidienne d’une Couleuvre aglyphe Coronella austriaca Laurenti. C. R. des seances de l’Academie des Sci. 158: 1450—1452, 1914.
[34] Phisalix M., Caius R. P. F. — Proprietes venimeuses de la salive parotidienne chez des Colubrides aglyphes des generes Tropidonotus Kuhl, Zamenis et Helicops Wagler, Bull. Soc. Pathologie Exotique. 9: 369 — 376, 1916.
[35] Phisalix M., Caius R. P. F. — Proprietes venimeuses de la secretion parotidienne chez les Colubrides Aglyphes des especes Lycodon aulicus, Dendrophis pictus, Zamenis mucosus, ibid. 10: 474, 1917.
[36] Phisalix M., Caius R. P. F. — Sur les proprietes venimeuses dc la secretion parotidienne chez des especes de serpents appartenent aux Boides at aux Uropeltides, C. R. des seances de l’Academie des Sci. 165: 35—37, 1917.
[37] Porges N. — Snake venoms, their biochemistry and mode of action, Science. 117: 47—50, 1953.
[38] Reid H. A. — Symptomatology, pathology and treatment of land snake bite in India and Southeast Asia. Venomous Animals and their Venoms, vol. 1. Acad. Press. N. York, London. 611—642, 1968.
[39] Rosenfeld G., Nahas L., Kelen E. M. A. — Coagulant, proteolytic and hemolytic properties of some snake venoms, ibid. 229—273, 1968.
[40] Sarkar N. K., Devi A. — Enzymes in snake venoms, ibid. 167 — 216, 1968.
[41] Schipolini R., Ivanov Ch. P., Dymitro v G, Alexiev B. V. — Composition of the low molecular fraction of the Bulgarian viper venom, Bioch. et Biophysica Acta. 104: 292—295, 1965.
[42] Slotta K. H., Gonzales J. D., Roth S. C. — The direct and indirect hemolytic factors from animal venoms. Animal Toxins, edited by Russel F. E. and Saunders P. R., Pergamon Press Oxford, London. 369—377, 1967.
[43] Su C., Chang C., Lee C. Y. — Pharmacological properties of the neurotoxin of cobra venom, ibid. 259—268, 1967.
[44] Sultanov M. N. — Ukusy jadovitych zivotnych. G. I. M. L. Moskwa. 1963.
[45] Tamiya N., Ara i H., Sato S. — Studies on sea snake venoms: Crystalization of erabutoxins „a” and „b” from Laticauda semifasciata venom and of laticotoxin „a” from Laticauda laticauda venom. Animal Toxins, edited by Russel F. E. and Saunders P. R., Pergamon Press. Oxford, London, pp. 249—258, 1967.
[46] Tu A. T., James G. P., Chua A. — Some biochemical evidence in support of the classification of venomous snakes, Toxicon 3: 5. 1965.
[47] Tu A. T., Toom P. M., Murdock D. S. — Chemical differences in the venoms of genetically different snakes. Animal Toxins, edited by Russel F. E. and Saunders P. R., Pergamon Press. Oxford, London, pp. 351—362, 1967.
[48] Tu T. — Toxicological studies on the venom of sea snake, Laticauda semifasciata, Bioch. Pharmacol. 8: 75—76, 1961.
[49] Tu T. — Toxicological studies on the venom of the sea snake Laticauda laticauda affinis. Animal Toxins, edited by Russel, F. E. and Saunders P. R., Pergamon Press. Oxford, London. 245—248, 1967.
[50] Wagner F. W., Prescott J. M. — A comparative study of proteolytic activities in the venoms of some North American snakes, Comparative Bioch. Physiol. 17: 191—201, 1966.
[51] Welsh J. H. — Acetylocholine in snake venoms. Animal Toxins, edited by Russel F. E. and Saunders P. R., Pergamon Press. Oxford, London, pp. 363—368, 1967.
[52] Vick J. A., Diuchta H. P., Manthei J. H. — Pathophysiological studies of ten snake venoms, ibid. pp. 269—282, 1967.
[53] Zeller E. A. — Enzymes of snake venoms and their biological significance. Advances in enzymology, iriterscience Publ vol. 8 pp. 459—495, N. York, 1948.
Linki:
www.phmd.pl/fulltxt.php?ICID=911067