Zastosowanie chemii jadów w systematyce płazów i gadów

Bajger J., 1976: Zastosowanie chemii jadów w systematyce płazów i gadów. Przegląd Zoologiczny, XX, 1, ss. 59-64.

Zastosowanie chemii jadów w systematyce płazów i gadów

Application of venoms chemistry in systematies of amphibians and reptiles

JAN BAJGER

Ludzie od najdawniejszych czasów interesowali się zwierzętami jadowitymi i trującymi. Rocznie umiera około 50 000 ludzi wskutek ukąszeń przez zwierzęta jadowite lub też z powodu spożycia zwierząt trujących (Habermehl, 1975). Wiele składników jadów zwierzęcych stało się ostatnio surowcami środków terapeutycznych (Jaroniewski, 1973). Nie należy się więc dziwić, że na temat jadów i trucizn zwierzęcych publikuje się obecnie około 10 000 artykułów rocznie, ich chemią zaś zajmowały się trzy międzynarodowe sympozja; w USA (1966), Brazylii (1966) oraz w Izraelu (1970).

Ochronna funkcja toksycznych związków powstała wtórnie z fizjologicznej czynności nie związanej z toksycznością. Wykorzystanie chemicznych środków celem odstraszenia lub zdobycia pokarmu jest skuteczne i energetycznie oszczędne. Szerokie rozprzestrzenienie związków trujących w świecie zwierząt jest wyrazem ich wysokiej wartości przystosowawczej. Znamy cały szereg zwierząt jadowitych i trujących począwszy od organizmów jednokomórkowych, kończąc na ssakach. Zwierzęta te mogą produkować i magazynować toksyczne metabolity w tkankach; mówimy wtedy o truciznach zwierzęcych. Jady w odróżnieniu od trucizn produkowane są w specjalnych gruczołach, zaopatrzonych nieraz w urządzenia umożliwiające wprowadzenie jadu (Freyfogel, 1973). Znane są też zwierzęta trujące nie produkujące własnych trucizn. Magazynują one toksyczne metabolity zdobyte przez spożycie trujących zwierząt lub roślin. Są to zwierzęta wtórnie trujące (wiele mięczaków, skorupiaków, ryb).

Istnieje wielka różnorodność w sposobie tworzenia i uwalniania substancji trujących. Różnią się również efekty farmakologiczne jadów, począwszy od drażniących wydzielin niektórych stawonogów poprzez powodujące ból wydzieliny (osa), jady o działaniu nekrotycznym (żmije), kończąc na paraliżujących jadach skorpionów i węży morskich (Zlotkin, 1973). Rozbieżności w działaniu wynikają z ogromnych różnic w składzie chemicznym. Można tu znaleźć proste związki alifatyczne i aromatyczne, alkohole, ketony, kwasy karboksylowe, estry, chinony i fenole (np. owady), związki heterocykliczne, alkaloidy włącznie z ich glikozydowymi pochodnymi (motyle, mięczaki, płazy), różnorodne białka włącznie z peptydami spotykane prawie we wszystkich jadach i wreszcie kompleksy glikolipoproteidowe reprezentowane przez prymnesynę, występującą u Dinoflagellata (Zlotkin, 1973).

Związki chemiczne nie występują w jadach pojedynczo. Jady stanowią zwykle różnorodne mieszaniny. Badania jednak wykazały, że zwykle tylko jedna, ewentualnie kilka frakcji jadu odpowiada za całą jego toksyczność (Sachibov, 1972), pozostałe frakcje są wielokrotnie mniej aktywne, współdziałają jednak z podstawowymi frakcjami jadu, w konsekwencji czego wynik działania jest sumą efektów współdziałania różnych składników jadu.

Duża różnorodność wśród związków toksycznych umożliwia nam konstruowanie taksonomii i filogenezy zwierząt trujących i jadowitych. Na podstawie występowania różnych związków chemicznych wnioskujemy o występowaniu określonych szlaków metabolicznych. Badając całe szlaki metaboliczne i wychodząc z założenia, że w podobnych grupach zwierząt biegną one w podobny sposób, otrzymujemy dane, na podstawie których możemy wnioskować o powiązaniach między gatunkami. Należy brać w tym wypadku pod uwagę każdy z końcowych metabolitów, ich prekursory oraz enzymy biorące udział w ich przemianach.

Pewnym ograniczeniem tej metody jest występująca czasami konwergencja niektórych związków w jadach. Przykładem może tu być tetrodotoksyna występująca w skórze kilku gatunków kalifornijskich traszek z rodzaju Taricha (Brodie, 1968); związek ten został znaleziony również u ryb z rodzin Diodontidae i Tetraodontidae (Mebs, 1973). Również alkaloid samandaryna wyizolowana ze skóry salamandry plamistej jest powiązany w strukturze z alkaloidem wyizolowanym z Dendrobates pumilio (Schmidt). Związek ten został opisany też u płazów bezogonowych Australii (Daly, 1967). Z powodu możliwości konwergencji dane molekularne należy interpretować w wypadku zwierząt daleko spokrewnionych bardzo ostrożnie z uwzględnieniem jak najszerszej współpracy z tradycyjnymi metodami systematyki.

Przykładem wykorzystania różnic w przebiegu niektórych szlaków metabolicznych lub też ich fragmentów mogą być klasyfikacje rodzaju Bufo (Cei, 1972), zróżnicowanie między gatunkami węży z rodzajów Bothrops, Laticauda (Zlotkin, 1973), utworzenie filogenetycznych powiązań między toksynami Elapidae i Hydropheidae (Strydom, 1973).

Płazy są wdzięcznym obiektem do tego typu badań. Skóra płazów jest „magazynem” wielu toksycznych związków chemicznych. Związki te wydzielane razem ze śluzem chronią częściowo przed wrogami, a wiele gatunków (żabki z rodzaju Dendrobates) są tylko wyjątkowo zjadane przez inne zwierzęta. Ponadto badania wykazały, że skórna wydzielina płazów jest skuteczną ochroną przed mikroorganizmami (Habermehl, 1975) i nie jest wykluczone, że taka była jej pierwotna funkcja. W jadach płazów wykryto aromatyczne biogenne aminy: indolealkiloaminy (5-hydroksytryptamina, bufotenina), imidazolealkiloaminy (histamina, spinaceamina) i fenyloalkiloaminy (leptodactylina, dopamina, adrenalina, norepinefryna); związki te powodują miejscowe podrażnienia (Deulofeu, 1971; Habermehl, 1975). Istotnym składnikiem jadów niektórych płazów są toksyczne alkaloidy. Należą do nich występujące m. in. u ropuch alkaloidy kardiotoksyczne (około 20 związków) o trójterpenosterydowej naturze (bufogeniny) oraz ich połączenia z suberylargininą (bufotoksyny), pierwotnie odpowiedzialne za farmakologiczny efekt jadu (Meyer, 1971). Niektóre płazy posiadają neurotoksyczne alkaloidy sterydowe (pumilotoksyna A, B, C u Dendrobates sp., batrachotoksyna u Phyllobates sp.), których potencjał letalny jest kilka tysięcy razy większy od potencjału letalnego cyjanowodoru (Zlotkin, 1973). W jadach płazów występują też letalne i hemolityczne białka, których potencjał letalny zbliżony jest czasami do do toksyczności alkaloidów. Często spotykamy bardzo aktywne farmakologiczne peptydy, z których można wymienić bombesynę i peptydy bradykininopodobne (Mebs, 1973).

Do klasyfikacji rodzaju Bufo wykorzystano występujące w ich skórze aminy i enzymy katalizujące ich syntezę. Zbadano 65 gatunków ropuch (Cei, 1972) i przyjmując jako kryterium skład chemiczny wydzieliny skóry, zaszeregowano je do grup, które odpowiadają w zasadzie grupom utworzonym na podstawie analizy kariotypów.

Ryc. 1. Drogi rozprzestrzeniania się rodzaju Bufo oparte na analizie szlaków metabolicznych związków występujący w wydzielinie skórnej ropuch. Wg Bogarta (1972), zmienione

Jad otrzymany z parotyd północnoamerykańskiej grupy valliceps (od Bufo valliceps Wiegman) oraz afrykańskich grup mauritanicus i regularis można uznać za prymitywny, gdyż posiada 5-hydroksytryp tarninę, nie posiada jednak innych indoli. Spowodowane jest to brakiem enzymów metylujących, sprzęgających i cykli żujących. Pokrewne południowoamerykańskie grupy marinus i arenarum zawierają dodatkowo bufoteninę. Grupa melanostictus posiada również jad tego typu i jest być może spokrewniona z grupą ropuch Ameryki Północnej lub też z valliceps. Grupa spinulosus, boreas i americanus oraz grupy stomaticus, viridis i bufo posiadają jady na wysokim stopniu rozwoju biochemicznego. Posiadają one bufoteninę, bufowirydynę i wiele innych indoli brakujących w prymitywnej linii. Niektóre grupy (boreas) wtórnie utraciły 5-hydroksytryptaminę (Cei, 1972). Wnioski, które nasuwają się podczas rozważań nad budową jadów (ryc. 1) są podobne do wniosków wysuniętych na podstawie analizy kariotypów, według których przyjęto 22 chromosomowego przodka Bufo pochodzącego z Ameryki Południowej. Ameryka Środkowa była korytarzem, którym ropuchy przeszły do Ameryki Północnej. Tu pod wpływem różnych klimatycznych zmian doszło do szeregu specjalizacji. Z Ameryki Północnej ropuchy przeszły przez Cieśninę Beringa do Azji, a następnie do Europy i Afryki, przy czym grupa, do której należą Bufo melanostictus (Schneider), Bufo calamita (Laur.), Bufo regularis (Reuss) pochodzi od przodka z Ameryki Południowej, natomiast grupa gdzie zaliczamy Bufo bufo (L.), Bufo viridis (Laur.) i Bufo stomaticus (Luetk.) pochodzi od przodka z Ameryki Północnej (Bogart, 1972).

Niemniej ciekawe, a niewątpliwie bardziej dokładne uogólnienia, zostały wysunięte po zbadaniu składników jadów gadzich. Jady te zawierają głównie białka i tylko wyjątkowo spotyka się w publikacjach dane o występowaniu frakcji niebiałkowych (acetylocholiną, bufotenina, 5-hydroksytryptamina). U węży wśród czterech rodzin (Elapidae, Hydropheidae, Crotalidae i Viperidae) wyróżnić można ponad 400 gatunków posiadających jad (Jaroniewski, 1973). Jad węży jest mieszaniną związków, z których wiele jest białkami z aktywnością enzymatyczną; czynnikiem letalnym mogą być też białka pozbawione aktywności enzymatycznej zwane toksynami. Głównym czynnikiem letalnym węzy z rodzin Elapidae i Hydropheidae jest obwodowy paraliż oddychania spowodowany neurotoksynami (Yang, 1974). Z białek enzymatycznych dla rodziny Elapidae należy wymienić przede wszystkim esterazy, natomiast jady Hydropheidae są pozbawione prawie całkowicie aktywności enzymatycznej (Barme, 1971). W rodzinach Crotalidae i Viperidae połączone działanie enzymów odgrywa główną rolę w efekcie fizjologicznego działania jadu. Nekroza ciała ofiary spowodowana jest głównie proteazami i u wielu gatunków enzym proteolityczny jest składnikiem kilkadziesiąt razy bardziej toksycznym od pozostałych frakcji (Sachibov, 1972).

Obecnie rozróżniamy na drodze chemicznej, genetycznej, fizjologicznej i serologicznej co najmniej siedem grup toksyn (Botes, 1974). Do najważniejszych należą dwie grupy neurotoksyn występujących w jadzie węży z rodzin Elapidae i Hydropheidae. Jedna (tzw. krótkie neurotoksyny) posiada 60-62 aminokwasów umieszczonych w pojedynczym łańcuchu peptydowym, przy czym cztery mostki dwusiarczkowe utrzymują strukturę trzeciorzędową. Druga grupa (długie neurotoksyny) posiada 71-74 aminokwasów oraz pięć mostków dwusiarczkowych. Toksyny te, zwane kuraropodobnymi, tworzą blokujące połączenia z receptorami acetylocholiny na motorycznych płytkach końcowych, blokując przenoszenie sygnału do mięśnia (Yang, 1974). Inną ważną grupą, wielokrotnie mniej aktywną od neurotoksyn (Sachibov, 1972), to kardiotoksyny. Działają one na różnego rodzaju komórki powodując depolaryzację ich błon, w konsekwencji czego dochodzi do uszkodzenia struktury i funkcji komórki (Yang, 1974). Kardiotoksyny, według ostatnich badań farmakologicznych, są prawdopodobnie identyczne z cytotoksyną, czynnikiem DLF współdziałającym z fosfolipazą A podczas hemolizy oraz z kilku innymi toksynami. Wyjątkiem wśród toksyn jest viperotoksyna (u Vipera ammodytes Linnaeus i Vipera palaestinaea Werner) powodująca raczej zaburzenia krążenia (Yang, 1974).

Neurotoksyczny czynnik występuje zwykle w obecności różnych enzymów ułatwiających jego przenikanie. Za wyjątkiem oksydazy L-aminokwasów jady węży zawierają hydrolazy. Do najważniejszych należy tu hialuronidaza, zwana też czynnikiem dyfuzyjnym. Jej przypisywana jest głównie właściwość ułatwiania przenikania toksyn do tkanek (Sachibov, 1972). Ważne są enzymy proteolityczne; należą tu endopeptydazy trypsynopodobne, amidopeptydazy, hydrolaza estru argininy odpowiedzialna za działanie bradykininopodobne, enzymy o działaniu przeciwkrzepliwym i inne (Sarkar, 1968). Fosfolipazą A katalizuje hydrolizę fosfolipidów do kwasu tłuszczowego oraz wywołującej hemolizę krwi lizolecytynę; w reakcji tej wymagane jest też białko zwane bezpośrednim czynnikiem litycznym (DLF). Dzięki współdziałaniu tych dwu związków przejawiają one ponadto aktywność krwotoczną i kardiotoksyczną (Yang, 1974). Dodatkową formą ich działania jest ułatwianie przenikania składników toksycznych. Z pozostałych enzymów można jeszcze wymienić ATPazę (powoduje wystąpienie szoku), nukleotydazę AMP, dezoksyrybonukleazę, rybonukleazę, fosfatazę zasadową, fosfolipazę B, C (Sachibov, 1972).

Znaczne podobieństwo wielu toksyn umożliwiło badanie pokrewieństwa na poziomie cząsteczki. Oznaczono sekwencję aminokwasów 43 toksyn różnych gatunków z rodzajów Naja, Haemaehatus, Dendroaspis, Bungarus i Laticauda należących do rodzin Elapidae i Hydropheidae. Ich pierwszą zdumiewającą cechą było powtarzanie się niektórych sekwencji wewnątrz cząsteczki. Wysoki procent homologii sekwencji aminokwasów sięgający nieraz 50% pozwolił Strydomowi obliczyć powiązania filogenetyczne 1 sekwencję aminokwasów u hipotetycznego przodka tych toksyn. Na podstawie tych badań utworzono drzewo genealogiczne, w którym wiele węży jest umieszczone zgodnie z klasyfikacją zoologiczną. Niemniej węże morskie zostały zaliczone do dwu grup, które rozeszły się przed dywergencją węży lądowych. Również kobry plujące umieszczono osobno od innych kobr (Strydom, 1973). Wyniki te są bardzo interesujące, jednak z ostatecznymi wnioskami należy poczekać do czasu, kiedy będzie można skorzystać z większej ilości materiału.

Obliczono też, że substancja wyjściowa zbadanych toksyn była prawdopodobnie białkiem trawiennym występującym w ślinie (np. u czarnej mamby przodek rybonukleazy). W ewolucji toksyn występowały często duplikacje, delecje toksyn występowały często duplikacje, delecje oraz pośrednim etapem w tej ewolucji było kardiotoksycznopodobne białko (ryc. 2), które z jednej strony zachowało większą część łańcucha i prowadziło do kardiotoksyn, z drugiej strony do neurotoksyn. Po rozejściu się neurotoksyn na krótkie i długie neurotoksyny doszło w obu liniach do szeregu zmian genetycznych, w efekcie których liczba aminokwasów w obu grupach toksyn ustaliła się do 60-62 i 71-74 kolejno dla krótkich i długich neurotoksyn (Yang, 1974). Ewolucja toksyn była szybka. Nie należy się temu dziwić, ponieważ posiadanie skutecznej broni miało wysoką wartość selekcyjną. Dowiódł tego bezpośrednio Tierentiev (Szarski, 1972).

Ryc. 2. Schematyczne przedstawienie ewolucji toksyn węży z uzębieniem typu proteroglypha. Liczby wskazują liczbę aminokwasów w cząsteczce toksyny. Wg Yanga (1974), uproszczone

W składzie chemicznym jadów płazów i gadów występuje też zmienność wewnątrzgatunkowa. W wypadku populacji Echis carinatus (Schneider) jest ona tak wielka, że medycyna ma poważne problemy ze stosowaniem surowic w wypadku ukąszeń (Habermehl, 1975). Porównawcze badania jadów w obrębie jednego gatunku mogą więc rzucić dodatkowe światło na problemy genetyki populacji.

Summary

The article contains a short review of active particles contained in venoms and toxins of Amphi- bians and Reptiles. The considerable variety of these compounds allows their use in biochemical systematics. As examples of such attempts, the reconstruction of the history of the genus Bufo and the evolution of snake venoms of the families Elapidae and Hydropheidae are presented.

Literatura

Barme, M., 1968: Venomous Sea Snakes (Hydrophiidae). W dziele: Bücherl, W., Bucklev, E. E., Eds.,: Venomous Animals and their Venoms. New York, London, Academic Press.

Bogart, J. P., 1972: Karyotypes. W dziele: Blair, W. F., Edt.,: Evolution in the Genus Bufo. Austin and London, University of Texas Press.

Botes, D. P., Carlsson, F. H. H., Joubert, F. J., Louw, A. L, Strydom, A. J. C., Strydom, D. J., Viljoen, C. C., 1974: Nomenclature of snake venom toxins. Toxicon, 12: 99-101.

Brodie, E. D., 1968: Investigation on the skin toxin of the adult rough-skinned newt, Taricha granulosa. Copeia, 2: 307-313.

Cei, J. M., Erspamer, V., Roseghini, M., 1972: Biogenic amines. W dziele: Blair, W. F., Edt.,: Evolution in the Genus Bufo. Austin and London, University of Texas Press.

Dalv, J. W., Myers, C. W., 1967: Toxicity of Panamanian Poison Frogs (Dendrobates): Some Biological and Chemical Aspects. Science, 156: 970- 973.

Deulofeu, V., Rüveda, E. A., 1971: The Basic Constituents of Toad Venoms. W dziele: Bücherl, W., Buckley, E. E. Eds.,: Venomous Animals and their Venoms. New York, London, Academic Press.

Freyfogel, T. A., 1973: Notes of Toxicology. Experientia, 29: 1417-1452.

Habermehl, G., 1975: Die biologische Bedeutung tierischer Gifte. Naturwissenschaften, 62: 15-21.

Jaroniewski, W., 1973: Gady jadowite. Warszawa, Państwowe Zakłady Wydawnictw Szkolnych.

Mebs, D., 1973: Chemistry of Animal Venoms, Poisons and Toxins. Experientia, 29: 1328-1334.

Meyer, K., Linde, H., 1971: Collection of Toad Venoms and Chemistry of the Toad Venom Steroids. W dziele: Bücherl, W., Buckley, E. E., Eds.,: Venomous Animals and their Venoms, New York, London, Academic Press.

Sachibov, D. N., Sorokin, M., Jukelson, L., 1972: Chimia i biochimia zmieinych jadov. Taszkent, FAN.

Sarkar, N. K., Devi, A., 1968: Enzymes in Snake Venoms. W dziele: Bücherl, W., Buckley, E. E., Eds.,: Venomous Animals and their Venoms. New York, London, Academic Press.

Strydom, D. J., 1973: Snake venom toxins: The evolution of some of the toxins found in snake venoms. Systematic Zoology, 4 : 596-608.

Szarski, H., 1972: Mechanizmy ewolucji. Wrocław, PAN.

Zlotkin, E., 1973: Chemistry of Animal Venoms. Experientia, 29: 1453-1466.

Yang, C. C,., 1974: Chemistry and Evolution of Toxins in Snake Venoms. Toxicon, 12: 1-43.

Zakład Anatomii Porównawczej
Instytutu Zoologii UJ
Kraków

 

data: 2015/12/23
Kategoria: Amphibia, Reptilia

Ostatnie artykuły