Suplement XLVIII

Wojsko i wychowanie: pismo żołnierzy zawodowych WP
Wojsko Polskie. Departament Wychowania
Wydawca –   Wydawn. „Czasopisma Wojskowe”

 

Rok 1997

 

Mądra ryba

Będzie o rybiej mądrości i głupocie kłusowników. Głupocie, dzikiej zawziętości i przedziwnym przeświadczeniu o prawie do kłusowania.

Dwuhektarowe jeziorko na Podlasiu leży na skraju wsi, opodal Buga, z którym połączone jest szerokim rowem melioracyjnym. Miejscowi mówią, że kiedyś w tym miejscu płynęła rzeka. Tak faktycznie mogło być. W poprzek jeziora do tej pory tkwią cztery rzędy dębowych pali, na których ułożony był most. Na co komu most przez jezioro dające się obejść? Wszystko więc wskazuje, że niegdyś była to spora przeszkoda wodna. Miejscowa legenda podaje, że ten most zbudowano dla celów militarnych. Miał to uczynić jeden z napoleońskich korpusów Wielkiej Armii maszerującej w 1812 roku na Moskwę. Kto wie, może tak właśnie było.

Jezioro przypomina rynnę osiągającą na środku 6 metrów głębokości. Przy brzegach mocno porośnięte tatarakiem, trzcinami i grążelami. Występują tu głównie leszcze, karasie, liny, karpie, płocie, szczupaki i okonie. Zdarzają się nawet jazie przypływające tutaj rowem z rzeki podczas wiosennego podwyższenia wody. Mogłoby być to jeziorko wędkarskim rajem, bo ryby tu są. Rajem nie jest, ponieważ dwa miejscowe kmioty każdego dnia – rano albo wieczorem – urządzają sobie łapanie za pomocą siatki – drygawicy. Rozrzucają półtorametrowej głębokości sieć tuż za pasem roślinności przybrzeżnej, a potem tłuką uzbrojonymi w metalowe końcówki wiosłami po grążelach i moczarce. Rezultat jest zazwyczaj śmieszny – kilka płotek, mały szczupaczek. Ale zdarza się tym dzikusom zgarnąć i plon obfity, gdy trafiają na czas rybiego tarła, zwłaszcza leszcze okazują się w takiej sytuacji łatwą zdobyczą.

Jeziorko, tak jak i okalające je łąki, jest własnością ogólnowiejską, co oznacza, że każdy może tutaj wypasać swoją krówkę. Ogólnowiejskość jeziorka traktowana jest przez dwóch barbarzyńców w sposób wyżej opisany.

Łowienie na wędkę w takiej „wytłuczonej” wodzie według reguł i metod książkowych mija się właściwie z celem. Straszone ciągle ryby zmieniły typowe dla nich miejsca i pory żerowania. Leszcze i karpie najłatwiej złowić jest na wędkę nocą, wtedy bowiem czują się w miarę bezpiecznie. W ubiegłym roku przez całe lato nikt nie złowił tutaj lina. Wędkarze zaczęli nawet przebąkiwać, że musiały wyginąć. Karasie też brały chimerycznie i sporadycznie. Spławik ulokowany w grążelowym oczku o mulistym dnie, a więc w idealnym na karasie i liny miejscu, przez kilka tygodni teoretycznie najlepszych brań ani drgnął.

W październiku te dwa gatunki zaczęły brać… na środku jeziora, na pięciu, sześciu metrach głębokości, daleko brzegu, czyli tam, gdzie siatki kłusowników już nie sięgały. Przyjezdni wędkarze ze zdumienia przecierali oczy. Nie chcieli dać wiary takim cudom. Lin na czystej wodzie? A czego on tam szuka? Toż powinien zbierać ulubione skorupiaczki z łodyg przybrzeżnej roślinności. Karaś, lin, leszcz szukał świętego spokoju. Co to za przyjemność dostać w łeb wiosłem i dać się wgonić w siatkę?

I tak to za sprawą podlaskich złoczyńców przyjdzie pisać nowy podręcznik o połowie ryb zastraszonych.

Krąpik

 

 
Wspomnienie o bąku

Cóż ma począć wędkarz w smutny, listopadowy dzień? Zawzięty, taki dla którego sezon trwa cały rok, spróbuje przed pierwszym lodem zapolować na dużego szczupaka i, trzeba przyznać, ma na to spore szanse. Inny wyczeka na najmarniejszą z możliwych pogodę i zasadzi się wieczorem na miętusa. Przepis na tego ostatniego jest prosty: im gorsza aura (deszcz, wiatr, jesienna śnieżyca), tym większa szansa na tę brzydką, choć niezwykle smaczną rybę.

To są propozycje dla twardzieli, którzy wkalkulowali w umiłowane hobby ryzyko zapalenia płuc, a w najlepszym razie przeziębienie. Spokojniejszym moczykijom proponuję na długie listopadowe wieczory przegląd, konserwację sprzętu i najlepsze wspomnienia mijającego sezonu. Moje dotyczyć będzie bąka.

Jeśli o bąku, to na początek anegdota. Gdy jako terminujące wędkarskie pacholę pętałem się wśród łowiących na bambusy z kołowrotkami madę in CCCP marki „Delfin” (wówczas szczyt wyrafinowania), długo nie mogłem pojąć dialogów tych facetów. Na pytanie o wyniki połowu słyszałem na przykład odpowiedź, że „Zbychu puścił małego bąka, a poza tym cisza”. Cóż za brak kultury – myślałem. Bąka, owszem, można sobie puścić, ale po co zaraz o tym mówić publicznie? Dopiero za którymś razem pojąłem, że na Podlasiu „bąki”, albo „karpiki”, to po prostu srebrne karasie zwane także popularnie w branży „japonkami”.

Piękna to i smaczna ryba dorastająca całkiem słusznych rozmiarów. Ja w „swoim” podlaskim jeziorku odłowiłem w ciągu tegorocznego sierpniowego tygodnia ponad 20 sztuk o wadze ponad 0,5 kg każda. Kilka ważyło ponad kilogram, a to już medalowe okazy.

Słów kilka powiem, jak ja je łowię, co znaczy tylko tyle, że są to moje osobiste doświadczenia i na innych akwenach nie muszą się sprawdzać. Łowię w mocno porośniętej grążelami zatoce jeziorka łąkowego na głębokości 60-80 cm po uprzednim wygrabieniu „dziury” w zwartej pokrywie tej wodnej roślinki. Nęcę oszczędnie (2-3 kule w oczko) mieszaniną pszennych otrąb i gotowanych ziemniaków. Najlepszą przynętą zaś okazały się czerwone „gnojaczki” zakładane po 2—3 na haczyk, najlepiej cienki, nr 6. Zestaw mocny, tym mocniejszy, im bardziej porośnięta grążelami woda. Kij minimum pięciometrowy o dość sztywnej akcji, żyłka 0,24, przypon 0,18. Spławik antenowy o średniej wyporności. Najlepsze brania – z gruntu.

Po wielu latach połowu „japonek” mogę powiedzieć, że bzdurą jest rada, by przy połowie tej ryby całkowicie chować haczyk w przynęcie, że karaś nie weźmie, gdy sterczy ostrze. Być może tak właśnie się dzieje, gdy na wielki hak ktoś nadziewa robaczka-miniaturkę. Karaś zanim łyknie przynętę lubi ją posmakować.  Spławik „wozi” się chwilę, a potem (zazwyczaj bez zatapiania) jest dość energicznie wleczony po powierzchni w pozycji prawie pionowej lub ukośnej. I właśnie wtedy trzeba zacinać. Nie na boki, bo wówczas ryba dostaje rozpędu i zaczyna szaleć w grążelach, ale do góry, by jak najszybciej łyknęła powietrza, wtedy słabnie dość szybko i daje się wprowadzić do podbieraka. Duże sztuki zawsze biorą w kierunku jeziora, uciekają na głębszą wodę.

W takim oczyszczonym z roślinności oczku zamiast karasia doczekać się możemy pięknego lina. Może się nam także zdarzyć przygoda ze szczupakiem, który skusi się na energiczne, wijące się na haczyku robaczki. Jeśli spławik wystrzeli jak z procy, a po zacięciu wyjmiemy wędkę bez haczyka, to znaczy, że to był właśnie on.

Krąpik

 

*        *        *

Rok 1998

Uśmiercić bezpośrednio po złowieniu

W wędkarskiej prasie „szumi” – i to dość głośno, o nowym „Regulaminie amatorskiego połowu ryb” sygnowanym przez Zarząd Główny PZW. Szumi nie bez powodu, bowiem dokument to kuriozalny. Kompilacja oczywistości, pobożnych życzeń, niekonsekwencji, nonsensów i jakiegoś łażenia po kątach, gdzie PZW nic nie zgubił, czyli wsadzania nosa w nie swoje sprawy.

Za zbędne na przykład uważam pouczenia wędkujących o obowiązku posprzątania stanowiska po zakończeniu łowienia. Jeśli się pan/pani nie nauczył/a owych elementarnych odruchów cywilizowanego człowieka w szkole i w domu, to broszurka PZW też nie pomoże. To samo dotyczy interweniowania w przypadku zauważenia zagrożeń ekologicznych – śnięcia ryb, zatrucia wód itp. Normalny człowiek nie pozostawi tych spraw swojemu biegowi: po co mieszać je z postanowieniami na temat połowu ryb?

Wędkarzowi, paragraf 3 pkt 3.4, nie wolno „sprzedawać złowionych ryb”. A niby dlaczego? Że działalność gospodarcza, że trzeba się zarejestrować, płacić podatki? Jeśli takie były motywy autorów, to – przepraszam bardzo – wybiegają przed orkiestrę. Obywatele wędkarze płacą już podatki ładnych kilka lat i orientują się, że to obszar zainteresowania urzędników skarbowych, a nie PZW.

Nonsensowny jest kolejny przepis zabraniający rozdawania złowionych ryb na terenie łowiska. Gdzie logika? Jeśli złowiłem wymiarową rybę tam, gdzie mogłem legalnie łowić, wyjąłem jej haczyk z pyska wyhaczakiem z „zachowaniem maksymalnej ostrożności” i ulokowałem ją w „siatce wykonanej z miękkiej nici”, a przedtem oczywiście zapłaciłem ciężkie pieniądze PZW w postaci rocznej składki, to chciałbym wreszcie sam decydować o tym, na czyją patelnię ona trafi. Bo jak tak dalej pójdzie, to za rok przeczytam w nowym regulaminie pewnie więcej: „płotka – tylko do smażenia”, „okoń do octu”, a „płetwy rekina na surowo”. Tylko krok dzieli PZW od zawładnięcia nie tylko moimi rybami, ale i kuchnią.

Dlaczego nie mogę, domyślam się, że latem, „obcinać głów rybom przed zakończeniem wędkowania”, a te złowione pod lodem „przeznaczone do zabrania muszą być  uśmiercone bezpośrednio po złowieniu”? władze PZW zabraniają mi posługiwania się sprzętem pływającym niezarejestrowanym i nieoznakowanym, choć to nie ich sprawa? Jakim prawem wreszcie pozwalają mi wiercić w lodzie dziurę o średnicy nie większej niż 20 cm, a kolejną zabraniają kuć bliżej niż w odległości jednego metra?

Co komu do domu, jak chałupa nie jego? – chciałoby się zapytać. Mentorstwo i dydaktyzm panów z ZG PZW stają się wprost nieznośne. A wszystko to niby w trosce o mnie. Dziękuję! Jestem już na tyle dużym chłopczykiem, że sam chciałbym decydować czy utopić się skaczą z pontonu rejestrowanego, czy dając nura z kajaka.

Krąpik

 

Tłusty dostojnik

Łowienie tej ryby wymaga nie lada cierpliwości i opanowania. Rozdygotany, prędki w działaniu, egoistycznie nastawiony na sukces, czyli „mięso” osobnik ma raczej nikłe szanse na złowienie tej wspaniałej, jednej z najwaleczniejszych i najpiękniejszych ryb naszych wód. Nie uświadczy jej także miłośnik długiego spania.

Lin – złota ryba płytkich, spokojnych wód, zatoczek i brzegów obficie porośniętych roślinnością wodną, zwłaszcza zaś grążelami, wśród których czuje się wyśmienicie i najłatwiej ją tam właśnie spotkać. W zasadzie mało wybredna, jeśli chodzi o pożywienie. W naturalnych warunkach na jej menu składają się przeważnie larwy ochotkowatych, chruścików i jętek, plankton roślinny, skorupiaki. Określa się go mianem ryby dennej, to znaczy pobierającej pokarm znajdujący się w podłożu, o czym świadczą m.in. bąbelkowania i pęcherzyki powietrza wydostające się na powierzchnię wody w miejscach jego żerowania. To tylko część prawdy. Niejednokrotnie obserwowałem liny żerujące tuż pod wierzchem; zbierały zawzięcie skorupiaczki z łodyg grążeli i podchodziły pod same liście. Takie drgające rośliny na gładkiej jak lustro, spokojnej wodzie, to zawsze był moment niezwykle fascynujący. Wiesz, że kilka metrów od ciebie buszuje głodny tłuścioszek i myślisz, jak przechytrzyć go swoim zapasem przynęt…

Wszystkożerny. Weźmie na rosówkę, pęczek czerwonych robaków, kukurydzę, gotowaną pszenicę, białego robaka, na kawałek ślimaka, nie pogardzi  ziemniakiem i różnego rodzaju „kanapkami” prawie dowolnej kombinacji. Sęk w tym, że w zależności od pory roku, akwenu, pogody czy pory doby ma ochotę na coś innego. Lubi ciepłe, duszne i parne dni,  najlepiej z mżawką lub drobnym deszczykiem.

Lina z dopadu złowić możemy raczej tylko przypadkowo. Ja zawczasu przygotowuję w grążelowej zatoczce kilka stanowisk, oczyszczam je z nadmiaru roślinności i nęcę przez dwa-trzy dni w porach przyszłego łowienia (najlepiej przed wschodem słońca i tuż przed jego zachodem). Według mojego rozeznania lin jest rybą zmroku. Kto choć raz miał ją na kiju wie, że to siłacz nad siłacze. Nie przesadzajmy więc z delikatnością zestawu. Ma być mocny, by pokonać wojującą w zielu rybę. Hol, niestety, musi być siłowy, bo to nie jest zabawa na czystej wodzie. Popisy ze sprawnością hamulca kołowrotka nie wchodzą w rachubę.

Nie tupać, nie wrzeszczeć, nie biegać po brzegu skulić się za kępą tataraków i cierpliwie obserwować obowiązkowo antenowy, jaskrawy, a najlepiej fosforyzujący czubek spławika. Lin to smakosz. Bywa, że kilkanaście minut bawi się przynętą. Spławik wozi się, kiwa drga – czekać! Gdy odjedzie jednostajnym ruchem i dostojnie pogrąży się w wodzie – energicznie zacinać!

Krąpik

Klasówka z regulaminu

W poprzednim miesiącu pozwoliłem sobie drapieżnie, niczym szczupak lub drapieżnie, niczym szczupak lub sandacz, pokąsać nieco najnowszy „Regulamin amatorskiego połowu ryb”. Przytarłem cokolwiek uzębienie, poprawiło mi się, a i owszem, i w tym odcinku będzie całkiem serio o wybranych punktach dokumenciku, który każdy szanujący się moczykij znać jednak powinien.

Wędkować legalnie, to znaczy mieć ze sobą nad wodą legitymację członka PZW z potwierdzeniem opłacenia należnych składek, kartę wędkarską i, jeśli łowimy na wodach nie będących we władaniu PZW, zezwolenie uprawniające do połowu na danym akwenie. Z tymi innymi akwenami trzeba ogromnie uważać, bo prywata i rynek rozlały się na naszych wodach ojczystych szerokim strumieniem i wcale nietrudno doznać dzisiaj uszczerbku na honorze i własnej fizycznej postaci, gdy się nie ma pewności na czyim akwenie wędkujemy. A tak po prawdzie, to właściciele i użytkownicy wód powinni po ludzku informować „czyje co je”. Kilka tablic oszczędziłoby wielu pyskówek, straszenia się i szarpaniny.

Jako osoby uprawnione do wędkowania mamy prawo zabrać ze sobą na łowisko dwie sztuki młodzieży do lat 14 dać każdej w łapę jedną wędkę i pozwolić na poławianie wyłącznie ryb spokojnego żeru w ramach naszego stanowiska i dziennego limitu połowu. I jeśli dwa małolaty – lub małolatki, trzymają po jednym patyku w garści, to wedle regulaminu nam nijakiego kijaszka uchwycić już nie można. Znaczy się możemy udzielać młodzieży jedynie teoretycznych, nadzwyczaj cennych wskazówek i pouczeń oraz obgryzać paznokcie do samych łokci, jeśli ryba będzie żółtodziobom akurat brała. Jako wieloletni praktyk mogę w tym miejscu jedynie doradzić prosty sposób na przerwanie psychicznych katuszy, czyli dorwania się do wędki blokowanej akurat przez młodziana. Należy go natychmiast wysłać do najbliższego sklepu GS po piwo, oranżadę i słone paluszki.

Całkowicie samodzielnie może łowić wędkarz, którzy ukończył 14 lat. Jednak chłopcom i dziewczynkom przed szesnastką regulamin stanowczo zabrania wędkowania w porze nocnej, jeśli nie znajdują się oni pod opieką osoby dorosłej. Widzimy więc, że działacze PZW na długo przed władzami Radomia i innych miast znaleźli sposób na eliminowanie nadbrzeżnego chuligaństwa i ogólnie nagannych zachowań małoletnich następców naszych.

Jako mąż-wędkarz mam pełne prawo zabrać nad wodę swoją żonę (tylko jak ją tam zaciągnąć?) i pozwolić jej łowić na jedną wędkę. Za darmochę, czyli bez dodatkowych opłat. Widać nasza składka była tak bandycko wysoka, że załatwiła problem „opłacalności” wspólnego z nami łowienia reszty naszej rodziny.

Za miesiąc trzecia odsłona regulaminowa, bo wskutek wrodzonego gadulstwa nie udało mi się dotychczas dotknąć choćby „wymiarów ochronnych”, „limitów” i kilku innych spraw.

Krąpik

 

Prawo kontra krąpik

 

Autor artykułów: „Uśmiercić bezpośrednio po złowieniu”, „Klasówka z regulaminów” zbyt wcześnie pokusił się o krytykę „Regulaminu amatorskiego połowu ryb” oraz ZGPZW.

W obcym stanie prawnym zasady wędkowania normuje:

1. Ustawa o rybactwie śródlądowym z dnia 18.04.1985 r. (DzU nr 21, poz. 91 z późn. zm.), której art. 10 ustęp 2 brzmi: „Osoba fizyczna lub prawna przetwarzająca lub wprowadzająca ryby do obrotu jest obowiązana posiadać dokument stwierdzający pochodzenie ryb”. W oparciu o ten artykuł wędkarzowi nie wolno sprzedawać ani rozdawać ryb na terenie łowiska, ponieważ nie jest w stanie udokumentować ich pochodzenia. Nie będzie mogła tego również uczynić osoba, która owe ryby zakupiła lub została nimi obdarowana. W przypadku ryb obowiązuje ta sama zasada, co przy zakupie choinki na święta. Osoba, która wywozi, wynosi ją z lasu oraz porusza się z nią poza nim – podczas kontroli przez osoby do tego upoważnione musi udokumentować, że w jej posiadanie weszła legalnie.

2. Rozporządzenie Prezydenta RP z dnia 22. 03.1928. (DzU nr 42, poz. 417 z późn. zm.), które mówi o ochronie humanitarnej zwierząt. Należy w tym miejscu zaznaczyć, że jest to typ ochrony przed człowiekiem, jego działalnością przynoszącą zwierzęciu cierpienie. Rozporządzenie to mówi że „ryby po złowieniu należy natychmiast zabić lub wpuścić do sadza”. O ile w innym okresie niż zima, humanitarne i uzasadnione jest wpuszczanie złowionej ryby do sadza, o tyle zimą trudno jest sobie wyobrazić włożenie sadza do wody przez otwór o średnicy 20 cm. Wrzucenie ryb do wiadra (pojemnika) z wodą, które wraz z upływem czasu skuwa lód, jest zdecydowanie niehumanitarne. W miejscu tym nie będę polemizował, czy zawsze zimą są temperatury ujemne, a zbiorniki wodne zamarznięte czy też nie.

3. Rozporządzenie MRiGŻ z dnia 26.05.1997 r. (DzU nr 60) w sprawie wykonywania niektórych przepisów ustawy o rybactwie śródlądowym. Minister ten jest naczelnym organem administracji publicznej do spraw rybactwa śródlądowego. Paragraf 17.1 tego rozporządzenia mówi, że „sprzęt pływający służący do połowu ryb, powinien być oznaczony na obu burtach nr. rejestracyjnym sporządzonym w sposób trwały i widoczny, litery i cyfry numeru rejestracyjnego powinny mieć nie mniej niż 10 cm wysokości i 1 cm grubości”. Przy rejestracji sprzętu pływającego, służącego do  połowu ryb, obowiązuje prawie ta sama zasada co przy rejestracji pojazdów. Czynności tej dokonuje się w celu  identyfikacji wędkarza i tylko on (osoba posiadająca ważną kartę wędkarską) może się nim poruszać.

Będąc strażnikiem ochrony przyrody z 15-letnim stażem, nie chcę polemizować z Krąpikiem ani bronić ZGPZW. Zamiarem moim było wskazanie, że „Regulamin amatorskiego połowu ryb” został opracowany w oparciu o ustawę o rybactwie śródlądowym i akta wykonawcze do niej. Chcę również podkreślić, że gdyby dziś autorzy „Regulaminu… .” chcieli jego treść konsultować z wędkarzami, to w oparciu o aktualne akty prawne niewiele by się w nim zmieniło.

  por. Dariusz Miszalski JW 3578 Łask.

Dziękuję panu porucznikowi, za uwagi na temat „Regulaminu…”. Przedstawił je pan jako strażnik ochrony przyrody i… obowiązującego prawa. I trudno się dziwić, żeby mogło być inaczej.

Skoro pan porucznik elegancko rezygnuje z dyskusji, przedstawiając jedynie racje prawne, tedy i ja muszę zachować się jak… ryba, czyli milczeć i nie otwierać pyszczka. I niech tak zostanie, bo pewnie przekonywalibyśmy się długo i namiętnie,ponieważ racje zdroworozsądkowe zwykłego wędkarza nie zawsze pokrywają się z obowiązującymi uregulowaniami prawnymi.

Krąpik

 

Regulamin po raz trzeci

Bez liczb się nie obejdzie. Kilka warto jednak zapamiętać, choćby dla uniknięcia sporów i utarczek z innymi wędkarzami, którzy uparli się łowić na tym samym co my akwenie. Łowiąc ryby spokojnego żeru z brzegu mamy prawo rozwinąć swój sprzęt nie bliżej niż 10 metrów od stanowiska sąsiada. Jeśli wędkujemy z łodzi dystans wzrasta do 25 metrów. Podczas spinningowania oddalić się musimy od sąsiada na minimum 30 metrów na lądzie i na co najmniej 50 metrów w przypadku łowienia z łodzi bądź brodzenia. Możemy naturalnie zasiąść z kolegą po kiju ramię w ramię, ale to kwestia pozaregulaminowego, prywatnego dogadania się. Z praktyki wiem, że najczęstsze animozje biorą się na tle wcześniejszego rzekomo nęcenia. Gość przychodzi rano nad wodę i twierdzi, że zająłem ,jego” miejsce, które on cierpliwie przez kilka dni nęcił. I dlatego warto wykuć na blaszkę punkt 3 z paragrafu 2: „Przy wyborze i zajmowaniu miejsca na łowisku pierwszeństwo ma ten ten wędkarz, który przybył na nie wcześniej”.

Bez zmian w stosunku do lat poprzednich pozostają główne uregulowania normujące liczbę wędek, na które jednocześnie możemy poławiać. Dwie na ryby spokojnego żeru, dwie żywcówki, ale wyłącznie jeden spinning. Niedopuszczalna jest zatem kombinacja: jedna wędka lekka i jedna żywcówka albo jedna żywcówka i spinning jednocześnie.

Słów kilka o wymiarach ochronnych najpopularniejszych gatunków ryb. Kleń, lin, jaź, rozpiór, świnka – 25 cm. Karp  – 30 cm. Boleń, brzana, troć – 40 cm. Sandacz, szczupak, węgorz – 45 cm. Sum – 70 centymetrów (ciekawe jak ukarano łowcę suma – olbrzyma o wadze bodaj 64 kilogramów, którego pewien obywatel dorwał na dzierżawionym odcinku Warty na początku maja, a więc jeszcze w okresie ochronnym tego gatunku).

O wymiarach ochronnych dwu najpopularniejszych w naszych wodach rybek, czyli płoci i okonia, w „Regulaminie amatorskiego połowu ryb” nie ma ani słowa. Oznacza to, że wszystko co na haczyku, można brać do siatki. W przypadku okonia rozwiązanie być może dobre. Bo tak z ręką na sercu: wyjęcie temu głodomorowi bez szwanku dla niego haczyka z samego gardła okazywało się zajęciem prawie beznadziejnym. Natomiast pozbawienie płoci wymiaru ochronnego być może sankcjonuje wieloletnią praktykę powszechnego wrzucania do wora każdej złowionej rybki tego gatunku, ale z drugiej strony zmniejsza szanse młodego pokolenia wędkarzy na złowienie medalowego okazu w przyszłości. Chyba, że po wejściu do Unii Europejskiej zaczniemy postępować tak jak większość Anglików, którzy w ryby zaopatrują się w sklepie rybnym, a łowią dla czystej przyjemności. Łowią, filmują się ze zdobyczą i wypuszczają.

Krąpik

 

Znaki (i głosy) na wodzie

Znam wielu wędkarzy, którzy pobyt nad nieznaną wodą poprzedzają zawsze iście wojskowym rozpoznaniem. Wędrują brzegiem jeziora lub rzeki, zaglądają w rozmaite zakamarki, pilnie nasłuchują. Jeśli ryba jest – twierdzą – to obecność wielu gatunków można zaobserwować. Mają rację. Trzeba tylko umieć patrzeć i słuchać. Spróbujmy zatem dokonać skrótowego siłą rzeczy przeglądu niektórych tylko rybich znaków i dźwięków.

Najpierw drapieżniki.

Szczupak. Na wiosnę i podczas lata dość łatwo stwierdzić jego żerowanie w strefie litoralu, czyli tam. gdzie ukrywają się jego ofiary. Wędkarze powiadają, że szczupak „bije”. Owo bicie widać i słychać bardzo wyraźnie. Im bliżej zimy, tym „bicie” staje się mniej zauważalne. Drobnica schodzi na głębszą wodę. a za nią ich prześladowcy. Szczupakowego żerowania obserwować już nie możemy gołym okiem i uchem, choć w październiku i listopadzie jest ono bardzo intensywne.

Boleń. Tego zawziętego mięsojada słychać chyba na kilometr. Odgłos jego ataku przypomina uderzenie deską o wodę. A dochodzi do niego najczęściej na pograniczu nurtu i spokojniejszej wody. Chyba żadna inna ryba naszych wód nie „wali” tak widowiskowo.

Okoń. Jeśli poluje w pojedynkę, to częstym widokiem jest mała rybka wyskakująca podczas ucieczki kilkakroć nad wodę. Jeśli zaś garbusy polują w stadzie, a tak dzieje się najczęściej, wówczas obserwujemy masowe „pryskanie” drobnicy na powierzchnię. Często przypomina to wręcz gotowanie się wody.

Inaczej „widać” ryby spokojnego żeru.

Karp, lin, karaś, leszcz. Te gatunki zdradzają się najczęściej pęcherzykowaniem, pienieniem wody. Widać to wyraźnie m.in. po zanęceniu na płytkich akwenach o mulistym dnie. Owo pęcherzykowanie, różnej zresztą intensywności, jest efektem filtrowania mułu pobieranego w pyszczki wraz z zanętą. Lina i karasia „widać” też, gdy przemieszczając się w grążelowych chaszczach potrąca jego łodygi. Poprzez kiwające się liście grążeli zdradzają się głównie ponoć liny zbierające drobne skorupiaczki przyczepione do łodyg tej wodnej rośliny. No i słynne linowo-karasiowe „cmokanie”. Te całuskowe dźwięki są także podobno objawem żerowania. Nie wiem czy to prawda, ponieważ „moje” tegoroczne kilogramowe karasie, zanim trafiły na patelnię, cmokały zawzięcie w stulitrowej beczce z wodą przez kilka godzin.

Znawcy tematu potrafią zapewne wymienić jeszcze kilkanaście, a może kilkadziesiąt rybich znaków i głosów: kółka wzdręg, przedwieczorne zbieranie owadów opadłych na powierzchnię wody, pobłyskiwanie żerujących płoci i wiele, wiele innych. Chętnie udostępnimy czytelnikom naszą rubrykę na tego rodzaju obserwacje i doświadczenia.

Krąpik

 

Jesienne żniwa

Mowa naturalnie o żniwach okoniowych. I jeśli połów ma być naprawdę atrakcyjny, a co ważniejsze obfity, to najlepiej zapakować biwakowe manatki, odżałować trochę grosza i zafundować sobie kilkudniowe, prawdziwe łowienie na dużym jeziorze. Owszem, w stawie czy gliniance też można dopaść dorodnego garbusa, ale tam trzeba go wyczekać, wysiedzieć, przechytrzyć… Szkoda czasu.

Jest typowym drapieżnikiem, stad najpopularniejsze są trzy metody jego połowu: tradycyjna  wędka spławikowa „zakończona” mięsnym daniem (pęczek czerwonych robaków, rosówka, rakowa szyjka), żywcówka wyposażona w pojedynczy haczyk nr 4-8 i dobrze wyważony spławik antenowy (jako żywiec małe, nie dłuższe niż 5-6 cm rybki – okonki, stynki, kiełbiki. uklejki) i oczywiście spinning z obowiązkowo obrotową błystką.

Co do sprzętu rada może być w zasadzie jedna – nie musi być zanadto wyrafinowany, ale obowiązkowo delikatny! Myślę o kijach z miękką akcją i lekkich kołowrotkach z dobrze wyregulowanym hamulcem. Bo okoń to ryba waleczna, często „muruje” do dna, czyni niespodziewane zrywy podczas holu, zwłaszcza przy podbieraniu, a przy tym wszystkim ma niezwykle delikatny, kruchy pysk, wskutek czego mniej doświadczeni wędkarze tracą ją już na etapie zacinania. W żadnym razie nie powinno ono przypominać zamachu toporem przy rąbaniu drewna. Subtelnie panowie, z czuciem.

Zalecałem na samym początku duże jezioro. Ale – zapyta ktoś – gdzie tych garbusów na wielkiej wodzie szukać? Otóż prawie pewne miejsca to stoki podwodnych górek, najlepiej kamieniste, od strony nawietrznej. Przynętę zawiesić ok. jednego metra nad dnem i branie być powinno. pewny sposób zlokalizowania garbusów, to obserwacja rybitw. Łańcuszek pokarmowy przedstawia się następująco: za dryfującym planktonem przemieszcza się atakowana przez rybitwy, za drobnicą siada wściekle szarżujących okoni, za okoniami – my wędkarze.

W przypadku ptasiej sygnalizacji obecności okoni w grę wchodzi naturalnie jedynie spinning ze względu na tempo przemieszczania się ławicy. Spławikówkę czy żywcówkę zdążylibyśmy zarzucić raz, może dwa. Tak więc obrotóweczka, łódź silnikowa, a jeśli już wiosłowa, to dobrze jest mieć oddzielną siłę pociągową tylko do wioseł, bo sami nie zdążymy spinningować i nadążać za garbusami.

Okoniowe żniwa na dużych akwenach trwają zazwyczaj do października, a przy cieplejszej pogodzie przeciągają się nawet do połowy listopada. Dobrych brań!

Krąpik

 

Przygody z karpiem (1)

Pierwsza – niespotykana, taka jaka zdarza się być może tylko raz w życiu, spotkała mnie osobiście i to u progu wędkarskiej kariery. Drugiej byłem tylko świadkiem, ale to również było zdarzenie wyjątkowe. Najpierw jednak słów kilka tytułem wstępu.

Miłośnicy wędkarstwa wiedzą zapewne, choćby na podstawie literatury przedmiotu, że bardzo duże okazy ryb spokojnego żeru, na przykład karpie lub leszcze, potrafią w specyficznych okolicznościach zamieniać się na moment w drapieżniki i polować na drobny narybek. Ja przekonałem się o tym bardzo wcześnie jako początkujący wędkarz-licealista. A wspominam ten epizod w 30. rocznicę przygody.

Spiningowałem często w bardzo rybnych trzech łąkowych jeziorkach podlaskich połączonych ze sobą wąskimi przewężeniami. Zaletą akwenu był fakt połączenia jeziorek kanałem z pobliskim Bugiem, wskutek czego po wiosennych wysokich wodach pozostawało w tych dołach wiele gatunków ryb, łącznie z typowo rzecznymi, jak np. jelce czy jazie. Miało być jednak o karpiu.

Ulokowałem się w parny, czerwcowy poranek ze spiningiem na pniu zwalonej w jeziorko wierzby i ciskałem – pamiętam to bardzo dobrze – srebrną wirówkę najdalej jak tylko mogłem. Błystka nie chciała fruwać daleko. Dzisiaj wcale mnie  to nie dziwi. Kołowrotek miałem marny, chyba czeski „Rex”, zbyt sztywny kij i żyłkę 0,3, której lekka „zerówka” nie bardzo chciała rozwijać. Za drugim lub trzecim rzutem, jakieś pięć metrów od zwalonego w wodę konaru wierzby, blaszka utknęła. Zaczep – pomyślałem, pewnie zahaczyła się o gałęzie ukryte pod wodą. Szarpnąłem. I „zaczep” ruszył. Dostojnie wypłynął na powierzchnię, pokazując swoje rozmiary, wykonał dziwną przewrotkę, tak jakby brał żyłkę na grzbiet, i odpłynął niczym łódź podwodna. Wyciągnął całą żyłkę, było tego nie więcej niż 30-40 …  metrów, i zerwał ją z największą łatwością. Akcja trwała kilkanaście sekund. Przestraszony rozmiarami ryby, a była ona wielkości solidnej męskiej walizki, zdążyłem tylko krzyknąć do spiningisty-sąsiada: „Dawaj podbierak”. Trzymałem obydwoma rękami wyprostowany w jednej linii z żyłką kij i modliłem się w duchu, żeby potwór zatrzymał się. Nie stanął.

To nie było przypadkowe zacięcie ryby za bok czy pod płetwę, co też przy spiningowaniu czasem się zdarza. Gdy karp ukazał się na moment po zacięciu na powierzchni wody, widziałem wyraźnie dyndający przy pysku lśniący listek blaszki. Kotwiczka tkwiła w pysku.

Ilekroć wspominam tamtą przygodę „gdybam”: gdybym miał więcej doświadczenia, gdyby to się stało pięć lat później, gdy miałem już w miarę solidny sprzęt, to może bym tego lustrzenia wyjął… Powtórki w tym konkretnym miejscu jednak nie będzie. Kilka lat temu jeziorka zasypano, znalazły się bowiem dokładnie na drodze sypanego wału przeciwpowodziowego. Żal jeziorek, karpia żal… O drugiej, równie niespotykanej przygodzie z karpiem, nie mojej wprawdzie, ale której byłem świadkiem, za miesiąc.

Krąpik

 

Przygody z karpiem (2)

Jak już wspomniałem w poprzednim odcinku, druga przygoda z karpiem nie stała się moim udziałem. Byłem natomiast jej świadkiem. Warta wspomnienia choćby dlatego, iż uświadamia ona, jakie znaczenie może mieć przypadek.

Pan Czesław, repatriant zw Wschodu, dwie profesje  opanował znakomicie. Wypiekał  smakowity chleb w GS-owskiej piekarni i był nadzwyczaj skutecznym wędkarzem. Skutecznym, mimo tego iż posługiwał się raczej archaicznym, topornym sprzętem. Na przykład jego spinning to był bardzo sztywny kij z tonkinowej klejonki, za pomocą którego można było przeciągać szafę. Do kija przyśrubowany był potężnych rozmiarów kołowrotek ze szpulą obrotową produkcji wschodniej, coś na kształt gigantycznego kołowrotka muchowego. Żyłki cieńszej niż 0,50 nie stosował. Blachy tylko wahadłowe. Algi lub Gnomy nr 3 z dodatkowym obciążeniem. Każdy, kto ma jakiekolwiek pojęcie o łowieniu ryb, zdaje sobie sprawę, ile trzeba mieć sprytu i umiejętności, by wypuszczona z takiej machiny blacha spadła tam, gdzie się celuje.

Spotkaliśmy się z panem Czesławem nad spokojną odnogą Bugu w letni poranek. Ja z lekką wędką zasadziłem się w wiklinowym kącie na płocic. On biczował swoim spinningiem kilkudziesięciometrową rynnę wodną. Któryś z rzędu rzut mu nie wyszedł. Blacha przeleciała jakieś czterdzieści metrów w powietrzu i zahaczyła o zarośla po drugiej stronie kanału. – Puści chaliera, czy nie? – mruczał z kresowym zaśpiewem piekarz i coraz mocniej szarpał linką. Udało się. Odhaczona błystka z impetem wbiła się w wodę. Żyłka prawie  natychmiast wygięła w pałąk tonkinową klejonkę pana Czesława. To „coś” zaczęło z ogromną siłą wyciągać żyłkę z kołowrotka pozbawionego hamulca. Sterowanie tej maszynki polegało na przykładaniu dłoni do furkoczącego bębna. Korbki, bo było ich dwie, tukły spinningistę po dłoni, kaleczyły. Pan Czesław schował dłoń w rękaw kurtki i tym bałbuchem próbował hamować rozszalały kołowrotek.

Ryba chodziła potężnymi zrywami. Odpoczywała chwilę na naprężonej żyłce i ponownie ruszała. Po kilku, a może kilkunastu minutach walki dawała się trochę podprowadzać do brzegu. Wyraźnie traciła siły i odchodziła na coraz krótsze dystanse.

Na zegarek nie patrzyłem. Myślę jednak, że walka trwała około pół godziny. Wreszcie to „coś” wypłynęło na powierzchnię. Potężny karp królewski. Mój udział w jego wyjęciu polegał na tym, że ja trzymałem spinning piekarza, a on, po pas w wodzie, podebrał olbrzyma rękami pod skrzela.

Karpia zakupiła gminna gospoda. Ważył 16 kilogramów. Za pomocą tasaka został publicznie poćwiartowany i służył przez kilka dni jako zakąska bywalcom tego przybytku.

Należy się jeszcze jedno wyjaśnienie – jak ten karp złapał się na blachę? Przypadkiem. Uwolniona z gałęzi błystka wystrzeliła jak z procy, wbiła się pod kręgosłup ryby, która podczas walki dodatkowo opasała się żyłką w pół, zahaczając linką o drugie ramię kotwicy. Karp znalazł się w swego rodzaju pętli utworzonej z żyłki i podczas holu był ciągle przewracany na bok. Może właśnie dlatego przegrał walkę z panem Czesławem.

Krąpik

 

 Przedwiośnie

Przyjęło się, jakże niesłusznie, traktować okres schodzenia lodów jako czas dla wędkarzy jałowy. Bo niby co w marcu nad wodą robić? – pytają amatorzy łowienia absolutnie komfortowego i wygodnego. Rzeki już wprawdzie wolne od lodowej okowy, ale zimne, zazwyczaj wezbrane, gdzie niby i jakiej ryby w nich szukać? – usprawiedliwiają się zwolennicy letnich brań szybkich. Powiadają oni, że na przedwiośniu ryba jeszcze drętwa i bardzo niechętna do brań. Z jeziorami jeszcze gorzej. Są jeszcze zazwyczaj pod lodem, ale kruchym już, dającym się prawie wybierać ręką, przypominającym konsystencją kaszę. Brawurowych i niebezpiecznych już polowań okoniowych na ostatnim jeziorowym lodzie nie polecam, choć – o czym wszyscy wiemy – potrafią być one niezwykle obfite, bo garbusy biorą jak wściekłe; na błystkę, na morymyszkę, na czerwonego robaka podanego metodą spławikową, nie mówiąc już o ochotkowym rarytasie. Jak już jednak wspomniano, zdrowy rozsądek nakazuje lodu w marcu unikać jak ognia, chyba że trafi się jakaś zima stulecia i akweny faktycznie skute będą jeszcze solidnie.

Nad rzeki bracia wędkarze, nad rzeki! Tam już, wbrew pozorom, dzieje się sporo ciekawego. Mamy szansę na klenia, płoć, miętusa, krąpia, a i karaś, choć niby ciepłolubny, też się może na czerwonego robaka połakomić. Szanse rosną w pogodne, słoneczne dni na leniwych rozlewiskach i w ustronnych zatoczkach, gdzie woda ma wyższą temperaturę niż w głównym nurcie. Przedwiosenna ryba zdecydowanie ponad inne przedkłada przynęty zwierzęce: białe i czerwone robaki, rosówki, larwy ochotek, kawałki wątroby zwierzęcej, wołowiny, albo, jak na przykład miętus – filet z ryby.

Prawdą jest, że marcowe brania będą delikatne i leniwe i dlatego powinniśmy wyekwipować się w równie finezyjny sprzęt. Żadnych toporności. Cienka żyłka, czułe spławiki, małe haczyki i, jak wspomniano, jedzonko mięsne podane na samo dno lub wiszące tuż nad nim. Ryby o tej porze myszkują blisko dna, nie ma jeszcze owadów, one dobrze o tym wiedzą i nie wychylają nosa nad powierzchnię wody. W marcu ryb na łowiskach nie widać, nie spławiają, nie kreślą kółek, nie pluskają; szukają pokarmu przy samym dnie. Jeśli lody z rzek spłyną wcześniej lub jeśli ich w ogóle nie będzie, a marzec zdarzy się ciepły, to pod koniec miesiąca można natrafić na fantastyczne zjawisko wędrówki „białej ryby” w górę rzeki. Mnie się poszczęściło kilka razy ucelować w taki 2-3-dniowy płociowo-krąpikowy eksodus na Bugu. Proszę mi wierzyć – ma się wówczas przekonanie, że ryb w rzece jest więcej niż wody. Ale nawet idylla trzyfazowa: rzut, branie, ryba może się po jakimś czasie znudzić. Na wszelki wypadek przypominam, że, poza krąpiem. obowiązują ściśle określone limity połowów.

Krąpik
(lekko wystraszony, bo bez limitu połowu)

 

Król drapieżników

Maj za pasem. Poziom adrenaliny u wędkarzy, jak co roku, zwyżkuje, zbliża się bowiem piękna pora szczupakowych łowów. Pierwszego maja kto żyw stanie nad wodą do pierwszych zmagań z walecznym drapieżnikiem naszych wód.

Na początek przypomnienie dwóch ważnych informacji, które mogły ujść uwadze moczykijów niezbyt uważnie śledzących literaturę przedmiotu. Dobra skróceniu uległ okres ochronny szczupaka i obecnie trwa on tylko dwa miesiące (marzec-kwiecień). Długie lata karencja trwała aż cztery miesiące (styczeń-kwiecień), co uniemożliwiało zimowe połowy tej ryby i spotykało  się z protestami wędkarzy. Druga dobra (raczej tylko dla zębaczy): obowiązuje zwiększony do 45 centymetrów wymiar ochronny, o czym warto pamiętać przy spotkaniu ze strażnikiem przyrody lub kontrolerem rybackim.

Najpopularniejszą metodą połowu w dalszym ciągu pozostaje spinning. Nie będę polecał konkretnych  marek i rodzajów kija, kołowrotka i żyłki. Wszystko zależy od zasobności naszych portfeli i konkretnych warunków połowu. Dzisiaj kupić można u nas wszystko. Zdaje mi się zresztą, że o sukcesie w nie mniejszym stopniu niż sprzęt decyduje technika spinningowania i znajomość zwyczajów szczupaka. Na wiosnę tego drapieżnika spodziewać się możemy w każdym dosłownie miejscu. Ja łowiłem je nawet na najzwyklejszej łące zalanej wodą z pobliskiego rowu melioracyjnego i w rozlewiskach przy rzekach, gdzie latem przechodzi się suchą nogą.

Wiosenny szczupak to włóczykij i powsinoga. Chętnie wędruje ze zbiorników większych do rowów, kanałów i sadzawek w poszukiwaniu dogodnych miejsc na tarło i tam już zostaje. Po kwietniowych godach jest głodny i chętnie atakuje sztuczne przynęty (jest ich w sklepach bez liku), ale szukać go należy raczej w płytszych warstwach nagrzanej wody, gdzie gromadzi się drobnica. Majowy szczupak, często osłabiony po tarle, łatwiej da się złowić, jeśli przynętę prowadzić będziemy wolno, osadzając ją często na dnie i delikatnie podrywając.

Owo osłabienie ryby warto mieć na uwadze także przy połowie na żywca, który na wiosnę pobierany jest przez drapieżnika wolniej. Zdarza się, że spławik nieznośnie długo wykazuje oznaki brania  i nie chce się zdecydowanie zatopić. Odwracanie rybki w paszczy szczupaka i łykanie jej „głową do przodu” trwa dłużej niż w letnie dni. Dlatego z zacinaniem nie należy się spieszyć, chyba że uzbroiliśmy żywca za grzbiet.

Szczupaki polują zazwyczaj z zasadzki, skrywając się w kępach roślinności wodnej, lubią przebywać przy rozmaitego rodzaju budowlach wodnych – pomostach, palach, w konarach zatopionych drzew, przy rzeczkach i kanałach z wpływających do większych zbiorników, na stokach podwodnych i pograniczu spokojnej i płynącej wody. Tam właśnie należy ich szukać na wiosnę.

Pamiętajmy o nowym, wyższym wymiarze ochronnym. Majowe szczupakowe maluchy, które tak chętnie czepiają się przynęt powinny wrócić do wody i rosnąć, rosnąć, rosnąć…

Krąpik

 

Kleń nie leń

…tak mawiał mój sędziwy nauczyciel łowienia tej cwanej, płochliwej nadzwyczaj i ostrożnej rybki. Dziadka Anatola poznałem przeszło dwadzieścia lat temu nad Bugiem. Siedział na snopku żyta wśród wysokich traw na rzecznej skarpie, tylko czubek maciejówki było widać, i puszczał prawie pod same nogi prymitywną, jak mi się zdawało, przepływankę.

Dziś bym powiedział, że dziadkowy zestaw był nie tyle prymitywny, co genialnie prosty. Czterometrowy kij bambusowy z dorobioną szczytówką z jakiegoś tworzywa sztucznego, najzwyklejszy kołowrotek ze szpulą obrotową, ale cienką żyłką bez żadnego obciążenia, zamiast spławika patyczek wyschniętej trzciny.

Przykucnąłem obok i już po chwili wiedziałem, że dziadek łowi „klonki” i że jak będę cicho to może ich jeszcze kilka dzisiaj „dostanie”. Na haczyk nakładał „co popadnie”. – Klonek panie, to jak prosiak, wszystko zeżre – komentował rybie upodobania pokarmowe. Tego akurat dnia „co popadnie” stanowiło kawałek bułki, pijawki i kilka wisienek, które to specjały nadziewał na haczyk w dowolnej kolejności. – Ogonek panie trzeba wyrwać, wyjąć pestkę, bo inaczej to się haczyk przy zacięciu po pestce obemknie – instruował.

Bułkę można kupić w GS-ie, z wisienkami sprawa też jest prosta, ale skąd pan bierze pijawki? – dręczyłem dziadka. Spojrzał  na mnie jak na wariata, podejrzewając jakiś podstęp albo kpinę, ale widać moje zdziwienie było autentyczne, bo wyjaśnił, że „se nałapał na sznurek”.

Z tymi pijawkami było tak, że dziadek po drodze zatrzymał się przy małym bagienku, dowiązał do sznurka kawałek jelita drobiowego, wrzucił do sadzawki i czekał tyle „co zakurzyć” i już miał kapitalną przynętę.

Kleń jest wszystkożerny. Lubi wody o szybkim nurcie i żwirowatym dnie. Chroni się w pobliżu gałęzi, korzeni, tam i jazów. Żeruje na różnych poziomach. Latem raczej pod powierzchnią, jesienią bliżej dna. Nie jest zbyt smaczny. Jego atrakcyjność polega głównie na tym, że można go łowić od wczesnej wiosny do późnej jesieni. No a przede wszystkim trzeba go bardzo ostrożnie podchodzić, ot cały urok polowania I jeszcze jedno – kleń jako ryba wszystkożerna daje wędkarzom ogromne pole do popisu jeśli chodzi o technikę połowu. Od klasycznej spławikówki, poprzez kulę wodną, metodę gruntową, przepływankę bez spławika, sztuczną muchę, spinningowanie (tylko małe obrotówki), a na żywcówce kończąc.

Jeśli będziemy ostrożni, jeśli zmontujemy delikatne zestawy, dopisze pogoda i zlokalizujemy klenie, to warto jeszcze pamiętać, że w ciągu doby możemy ich złowić nie więcej niż 10, a wymiar ochronny określono na 25 centymetrów.

Krąpik

Fazy bicia

Chodzi naturalnie o fazy „bicia”, czyli ataku szczupaka na rybkę, która jest ostatnim elementem zestawu żywcowego. Ta metoda, nieustannie zresztą doskonalona dzięki europejskim nowinkom sprzętowym, ma ciągle liczne grono zagorzałych zwolenników przedkładających ją ponad wszystkie inne sposoby połowu. Tradycjonaliści preferują klasyczną żywcówkę z pokaźnym, dobrze widocznym s pławikiem zwanym popularnie „bombą”.

Trzymanie żywcówki w ręku i czekanie na branie jest czynnością absolutnie zbędną. Głównie dlatego, że taka wędka swoje waży, a poza tym przy tej metodzie połowu nie ma potrzeby popisywania się refleksem zacięcia, wymaganym np. przy polowaniu na płocie. Szczupakowi należy dać czas na posiłek. No i trzeba widzieć oczyma duszy wszystkie fazy tego jedzenia. Pierwszą jest atak na żywca. „Bomba” tonie wówczas na moment pod wodą albo „ślizga” się po powierzchni. Faza druga, której czas trwania zależy od wielkości żywca i rozmiarów drapieżnika, polega na odwracaniu ofiary w paszczy i układaniu jej ogonem w kierunku przełyku. Spławik zazwyczaj trzęsie się wówczas lub drga. Gołym okiem widać, że nie jest to naturalne prowadzenie przez żywczyka. No i wreszcie faza trzecia, gdy szczupak po połknięciu ofiary odpływa do swojej kryjówki. „Bomba” zanurza się pod wodę, bywa, że jest ciągnięta tuż pod powierzchnią, albo wręcz holowana po wodzie. Reguły nie ma. Zachowanie się spławika zależy bowiem od głębokości akwenu, od tego czy zbiornik jest porośnięty podwodną roślinnością, od gruntu jaki ustawiliśmy na wędce, obciążenia, wyporności spławika…

Żywcówka wymaga uwagi i cierpliwości. Zacinać powinniśmy dopiero w trzeciej fazie brania, gdy hol jest wyraźny. Jeśli zrobimy to wcześniej, to po prostu wyrwiemy szczupakowi danie z ust, jeśli można tak powiedzieć. W jesiennej porze, gdy zębacze żerują najintensywniej i są w najlepszej formie, trzy wspomniane fazy trwają kilkadziesiąt sekund. Ale na początku sezonu, osłabione tarłem potrafią „męczyć” żywca i kilka minut. Warto o tym pamiętać.

Sprzęt. Solidny kij (lepiej trochę za długi niż trochę za krótki), mocny zestaw: żyłka 0,25-0,30, dobrej jakości kołowrotek, długi przypon wolframowy, ostra kotwica lub pojedynczy hak, pewna agrafka i krętlik, właściwie wyważona i dobrze widoczna „bomba”. No i żywce. Najpraktyczniejsze są karasie. Nadzwyczaj żywotne – ładnie i długo pracują. W dużej beczce możemy je przechować na działce lub w piwnicy nawet przez cały sezon.

Krąpik

 

Koniec wędkarstwa wypoczynkowego

Podobno Polski Związek Wędkarski był najliczniejszą organizacją w Polsce. Mówiono swego czasu o milionie ludzi uprawiających tę sportowo-rekreacyjną profesję. Nie wiem tylko, jakim sposobem wielkość populacji wyliczono. Czy podstawą była liczba ludzi płacących składki wędkarskie, czy może rachowano szacunkowo, czyli na oko?

Na zdrowy rozum do braci wędkarskiej zaliczyć można, jak sądzę, jedynie tych, którzy łowią legalnie, przestrzegając Regulaminu Sportowego Połowu Ryb. Cała reszta spinningujących, spławikujących, wpatrzonych w drgające szczytówki, mormyszkujących i innych podlodowców, to niestety kłusownicy, choć wielu spośród nich kiedyś należało do PZW i łowiło legalnie. Dzisiaj nie płacą, bo – twierdzą – składki są zbyt drogie, ale praktykowania nie porzucili. Czują się w miarę bezpiecznie ponieważ, poza nielicznymi akwenami, wody pilnowane są marnie i sporadycznie.

Odnoszę także wrażenie, iż generalnie wędkarstwo (to legalne) przestaje być masowym sposobem spędzania czasu wolnego. Powodem, jak mi się wydaje, jest komercjalizacja. Zniechęca młodego adepta jakakolwiek wizyta w sklepie i lektura czasopism branżowych. Nastaje czas elitarności i wąskiej specjalizacji. Nie ma już praktycznie sklepów z tanim, średniej klasy sprzętem dla początkujących. Kupujesz kilka haczyków, spławik, śruciny ołowiane, dwie wolframowe przypony, krążek żyłki, wszystko mieści się w miniaturowej torebeczce, a zostawiasz kasie kilkadziesiąt złotych. Ceny w sam raz dla licealisty, prawda?

Literatura przedmiotu też nie nastraja optymistycznie. Proponują ci bowiem biura turystyczne łowienie karpi w Balatonie, łososi w Norwegii, marlinów gdzieś tam. Za jedyne 10, 20, 30 tysięcy złotych. Rano jesteś w Warszawie lub w Gdańsku, a wieczorem zasadzasz się na suma w hiszpańskiej rzece. Naturalnie ze sprzętem równowartym najnowszego modelu Seata Toledo, żeby już przeliczać koszty całościowe eskapady na wytwory materialne tego pięknego kraju. Kolorowe pisma prześcigają się w reklamowaniu supersprzętu, na który cię naturalnie nie stać. Czysta frustracja.

Odchodzi w niebyt, umiera, tak można wnioskować na podstawie magazynów wędkarskich, czas zwyczajnego moczykija, kiedy chce się  nad wodą najnormalniej odprężyć po tygodniowym wyścigu. Być dziś wędkarzem uniwersalnym, to wręcz dyshonor. Należy być karpiarzem, sumiarzem, liniarzem, węgorzowcem z odpowiednim, ma się rozumieć, czyli drogim, specjalistycznym oprzyrządowaniem. Trzeba poświęcić miesiąc urlopu i wrócić z gigantem, potworem, olbrzymem… Wąska specjalizacja, jak w medycynie.

Wędkarstwo stało się biznesem, ogromnym przemysłem nastawionym na robienie dużej forsy. Smuci ten ciąg komercyjny, elitarność i gonienie za szmalem. Może to nieunikniony znak czasu? A mnie jest żal wędkarstwa spontanicznego, wypoczynkowego i masowego.

Krąpik

 

Brzydki olbrzym

Mowa naturalnie o największej rybie naszych rzek – sumie (Silurus glanis). Tylko niech nikt nie mówi, że to piękny twór przyrody – obrzydliwe, nalane cielsko w brudne plamy, sześć długich wąsów i te nieznośne, malutkie, kaprawe oczka. Mój pierwszy sum były jeszcze obrzydliwszy. Złowiłem go w nocy. Jak na suma, to był narybek: niewiele ponad 3 kilogramy. Wprowadziłem trzęsącymi się rękami pionierską rybkę tego gatunku do podbieraka i jąłem ją wyhaczać przy ognisku. Myślałem, że zemdleję: na płaskiej głowie sumka wił się cały kłąb pijawek mocno wczepionych w czaszkę. Dla czternastolatka było to spore przeżycie. I uraz pozostał.

Od tamtej pory chodzę na sumy za dnia. Ciągle w to samo miejsce. Nad Bug, na odcinek, gdzie rzeka ostro zakręca i który to zakręt próbowano niegdyś ochronić przed ustawicznym podmywaniem poprzez cztery tzw. główki. Powodzie rozmyły te konstrukcje, zostały tylko ich fundamenty w postaci olbrzymich kamieni. Woda wybiła między ostrogami głębokie doły i osadziła na ich dnie konary drzew: utrapienie dla wędkarzy, raj dla sumów. Olbrzymich sumów. Łowienie, niestety, przypomina loterię. Nawet jeśli masz dobry sprzęt, multiplikator z dwustu metrami pięćdziesiątki, solidny, ale sprężysty kij, to nigdy nie możesz być pewnym wygranej. Brania trafiają się zazwyczaj na granicy spokojniejszej wody między rozmytymi główkami i nurty (jakieś 25-30 metrów od brzegu), ale pod samym brzegiem leżą owe nieszczęsne zatopione drzewa. A sumisko mądre, wie gdzie szukać ratunku i przeważnie,  jeśliś go wcześniej nie umęczył dostatecznie w toni, ładuje się w chaszcze i po ptakach. Czasami w takiej sytuacji pomaga pukanie w kij i sum wychodzi z ukrycia. Częściej jednak siadają nerwy wędkarza, zaczyna się mocowanie, wyszarpywanie i kończy się zerwaniem zestawu.

To nieprawda, że najlepszą porą połowu jest noc. Ja najwięcej brań miałem o zachodzie słońca na przełomie lipca i sierpnia (także w maju, jeśli ciepły). Idealny jest czas przed samą burzą (podobno grzmoty wywołują z ukryć). Z powodzeniem można je także łowić w samo południe. Doskonale biorą np. na pęczek rosówek, żabę, martwą rybę, jelita drobiowe. Niedoceniony, choć bardzo skuteczny, jest spinning (duże wahadłowki). Tam, gdzie ja łowię, ze względu na trudne warunki (duży uciąg wody i jej turbulencje), jedyną sensowną metodą jest gruntówka z tak ciężkim ołowiem dennym, jaki zdolny jest powstrzymać zestaw przed spłynięciem. Hak pojedynczy (nr 5/0 do 10/0), najwyższej jakości karabińczyki. Sygnalizatorem może być tradycyjny dzwonek albo obserwacja szczytówki. No i lepiej mieć zawsze kij w zasięgu ręki, bo może odpłynąć wraz z sumem.

Krąpik

 

O płaceniu frycowego

Tytuł mógłby też brzmieć: „Spiesz się powoli”. Dzisiaj będzie bowiem o głupocie, niefrasobliwości i pośpiechu, które prowadzą do smętnych wspomnień o utraconych taaakich rybach i drogich sztucznych przynętach. Należałem, bo już się z tej choroby wyleczyłem, do populacji nieznośnych raptusów: wędki w garść i jak najszybciej nad wodę, bo szkoda każdej minuty! I płaciłem frycowe przez parę lat – beznadziejnie głupio traciłem ryby wskutek ewidentnego niedbalstwa.

I gdy tak sobie wyświetlam w głowie film o własnych wędkarskich porażkach, zwłaszcza podczas spinningowania, układa się długa lista grzechów ciężkich.

Przestroga pierwsza, czyli rdza twoim wrogiem numer jeden. Dzisiaj to już może nie jest taki problem jak niegdyś, bo karabińczyki, agrafki, przelotki i kabłąki kołowrotków wykonywane są z dobrych, nierdzewnych stopów, ale zdarzają się też zwykłe druciakowe produkcje. Trzeba te elementy ekwipunku po zimowej przerwie w łowieniu dokładnie przejrzeć, bo rdza na nich zgromadzona działa na żyłkę niczym brzeszczot. Proponuję prosty eksperyment: obejrzyjcie pod lupą nową żyłkę i taką przepuszczoną kilka razy przez zardzewiałe przelotki – jest kosmata jak pasemko owczej wełny, pęknie w najmniej oczekiwanym momencie, na przykład podczas zacinania. Z kotwicami sztucznych przynęt jest podobnie: rdza potrafi ograniczyć ich ostrość lub wręcz jej pozbawić. Nie będę się rozwodził nad zdroworozsądkowym dobraniem grubości żyłki do charakteru spinningowania i ciężaru przynęty. W każdym razie nie kombinujcie tak, jak ja za młodu: Algę nr 3 doczepiłem do żyłki 0,17 z nadzieją, że daleko poleci. Owszem latała faktycznie daleko, tak daleko, że musiałem ją hamować opuszczeniem kabłąka kołowrotka. Po kilku rzutach kończyło się zawsze tak samo – zerwanie żyłki i utrata blachy.

Przestroga druga, czyli holuj z głową. Straciłem wiele szczupaków nim pojąłem, że temu diablikowi nie można ni na sekundę dać luzu na żyłce, trzeba go czuć na kiju przez cały czas. I broń Boże nie pozwolić mu wyjść na powierzchnię, bo postawi „świecę” i będzie koniec zabawy. Szczupaka holować można dość ostro, bo pysk ma twardy, ale z okoniem to już inna polka. Ten wargi ma kruche i należy się z nim obchodzić nadzwyczaj delikatnie.

Przestroga trzecia, czyli podbieraj, a nie zagarniaj. Nie spiesz się człowieku. Nie próbuj na siłę wpychać do podbieraka silnej jeszcze i dziarskiej ryby i nie rób tego, com ja pacholęciem będąc wyczyniał, że kij i żyłka układały się w linię prostą. Kij trzymaj pionowo w prawej ręce, podbierak schowaj pod wodę, spokojnie naprowadź nad niego zdobycz, będzie dobrze. Uczył mnie stary wędkarz: podbierak służy do podbierania, a nie do zagarniania.

Krąpik

 

*        *        *

Rok 1999

Ludwiku – do rondla!

Raczej do patelni, chociaż nie tylko. Dzisiaj będzie trochę nietypowy odcinek, bo o spławikach, żyłkach i braniach ani mru, mru, choć tak naprawdę daleko od sedna sprawy nie odskoczymy.

Podobno prawdziwego mężczyznę poznaje się nie po tym, jak dzieło zaczyna, tylko jak je kończy. Zakładamy zatem optymistycznie, że panowie wędkarze podczas tegorocznych urlopów łowić będą pełne siatki ryb (mężczyzna zaczyna). Po powrocie z łowiska sprawnie rybki skrobie i patroszy (mężczyzna przedłuża grę). I oto dochodzimy do etapu trzeciego, któremu w 99 proc.przypadków brakuje logicznego zakończenia, czyli przetworzenia rybiego mięska na potrawę. Bo zazwyczaj podsuwamy pod żoniny nos miskę z oczyszczonym białkiem i głosem zwycięzcy nakazujemy – „Smaż kobieto!”. Sami zaś walimy się na leżak rozpamiętując sukces. Panowie! Doprowadźmy choć raz sprawę do końca. Niech sobie kobiecina poleży tę godzinkę w przyczepie kempingowej lub pod namiotem, niech ją ze snu obudzi aromat smażonej rybki.

To jest sprawdzony sposób na owijanie najbardziej krnąbrnych kobiet wokół palca, przynajmniej do końca urlopu. Nie będę naturalnie instruował, jak rybki usmażyć, bo to czynność prosta jak drut. Powiem tylko, że najlepiej na oleju roślinnym, a dobra zasada mówi, że zaczynać trzeba na ogniu dużym a kończyć na małym. I jeszcze jedna wskazówka praktyczna: jeśli ktoś nie lubi jeść rybek popękanych i takich trochę rozwalających się (tak dzieje się np. z małymi i średnimi rybami białymi smażonymi tuż po złowieniu), to z ich przyrządzeniem trzeba poczekać 2-3 godziny.

Jeśli dość już mamy smażonki, a szczęście wędkarskie cały czas nam dopisuje, to dobrym wyjściem jest takie obsmażone fileciki schować do słoika i zalać przegotowaną zalewą octową (3 części wody, 1 część octu, 3 liście laurowe pieprz w ziarnkach, ziele angielskie, cukier do smaku), słoik zakręcić i zostawić w chłodzie na jedną dobę. Naturalnie nie jestem w stanie opisać pożytków płynących z tego rodzaju zagrychy na wypadek nocnej zasiadki przy ognisku ze znajomymi z sąsiedniego wigwamu.

Ryby smażone w occie zamknięte w hermetycznych twistach możemy przywieźć z urlopu do domu i jeszcze długo przechowywać w lodówce. Ten towar się tak łatwo nie psuje.

Są też inne sposoby przetworzenia i dłuższego przechowywania ryb nawet w dość prymitywnych warunkach biwakowych, czyli bez lodówki. O tym jednak w sierpniowym odcinku.

Krapik

 

Dymarka na biwaku

Obiecałem przed miesiącem, że powrócę do wędkarskich zagadnień kulinarnych w wersji wakacyjnej. Pisałem poprzednio o nieskomplikowanych sposobach (dla mężczyzn) przyrządzania mięska (smażenie i marynowanie). Ale smakowite są również ryby wędzone. Nie tylko, co sam wypraktykowałem, węgorze. O nie zresztą na jeziorach coraz trudniej za sprawą barbarzyństwa kłusowników.

Uwędzić można praktycznie wszystko, co w wodzie pływa. Doskonała jest tzw. biała ryba – zwłaszcza leszcz, ale i płoć także, smaczny, choć szybko wysychający i twardniejący – okoń i szczupak. I dlatego drapieżniki, o których wspomniałem, jeść należy natychmiast po uwędzeniu, jeszcze gorące.

Na wielu biwakach i polach namiotowych, nie mówiąc już o ośrodkach wypoczynkowych, są stacjonarne, murowane wędzarnie. Ale takie urządzenie możemy bez większego problemu zbudować sami. Razem z moim wieloletnim kompanem wędkarskich wypraw na Mazury wznosiliśmy każdego roku na polu biwakowym coś w rodzaju dymarki.

Najpierw robiliśmy szkielet konstrukcji z gałęzi olszowych, a potem oblepialiśmy to „zbrojenie” gliną i lekko wypalali. Z boku dostawialiśmy metrowej długości kanał paleniskowy, zaś u szczytu naszej dymarki z drutów robiliśmy rodzaj siatki do układania ryb przeznaczonych do wędzenia. Ale zanim to nastąpiło sprawione ryby należało potrzymać w solance około pół godziny, a jeśli były to filety z grubszych sztuk, to i dłużej.

A potem już tylko wędzić. Obowiązkowo drewnem drzew liściastych – olszą, brzozą, dębem, odrobiną jałowca na na sam koniec. Zaczynać sporą dawką ciepła, a następnie „kisić” w zimnym dymie około dwóch godzin. Jeść najlepiej na gorąco. I jeszcze jedna metoda na dłuższe przechowanie świeżych ryb, gdy przebywając pod namiotem nie mamy turystycznej lodówki na gaz. W emaliowanym garnku układać odfiletowane i osuszone ściereczką warstwy ryb przekładając je świeżymi, młodymi pokrzywami. Taki garnek dobrze jest ulokować w półmetrowej głębokości, zacienionym dołku wykopanym w wilgotnej ziemi. Pokrzywy znakomicie konserwują nasz połów i rybki dają się tym sposobem przetrzymać w stanie świeżości nawet przez trzy doby. No i oczywiście trzeba garczek szczelnie owinąć gazą, żeby się tam nie dostały muchy, w przeciwnym bowiem razie założymy, o czym doskonale wiedzą wędkarze, hodowlę białych robaków. Bakteriobójcze działanie można też wzmocnić wrzucając do garnka pokrojone w plasterki ząbki czosnku, ale trzeba się liczyć z tym, że specyficznego aromatu przy dalszej obróbce już się nie pozbędziemy.

Krąpik

 

O (nie)dobrych obyczajach

Tym razem nie będzie mowy o etyce wędkarskiej, której ramy jasno i klarownie wytycza regulamin sportowego połowu ryb. Wystarczy znać i przestrzegać jego postanowień (co, kiedy, ile, jakiej wielkości i czym łowić), by nie obawiać się ksywy „mięsiarz” lub „kłusownik”.

Mnie chodzi o zwykłe międzywędkarskie kontakty nad wodą. Obyczaje dołują z roku na rok i lecą (za przeproszeniem ryb) na pysk. Siedzisz sobie człowieku za ciemaka jeszcze cichutko z nadzieją na pięknego lina. Jak trusia siedzisz skulony w sitowiach, cichutko stąpasz na paluszkach, bo rybki jak diabli nie lubią tąpnięć. W mroku, wśród grążelowych liści, wypatrujesz antenek spławików. Jeden zaczyna się obiecująco kiwać, lin „obwąchuje” rosóweczkę. Adrenalina skacze ci gwałtownie do gardła, dłoń powoli kładziesz na rękojeści wędki, rozmyślając rozpaczliwie, czy aby nie zapomniałeś właściwie wyregulować hamulec kołowrotka. Kątem oka filujesz na podbierak, czy aby jest w zasięgu ręki…

A dalej bywa już normalnie. Podjeżdża jakiś bandyta piętnastoletnim FSO-125 pod same twoje plecy. Daje ostro reflektorami po wodzie, przegazowuje ze trzy razy rozlatujący się motor i gasi go w końcu. Wyłazi bandyta z tej kupy złomu i wali drzwiami po raz pierwszy. Wszystko co żywe w jeziorku podskakuje do góry. Wita się z tobą zbrodniarz wylewnie, rycząc na całą okolice: „No jak tam, panie kolego, skubie coś dzisiaj?” – Nie skubie – informuję. – „A to się jeszcze zobaczy” – kontruje bandyta przybrzeżny i wali drzwiami kaszlaka po raz drugi, bo mu się zachciało palić, a papierosy zostawił w środku. Potem tłucze jeszcze ze dwa razy pokrywą bagażnika, z którego wyciąga klarnety i kolejny raz drzwiami, bo zapomniał opuścić szybę, by móc słuchać swojej ulubionej muzyczki. On bez disco łowić po prostu nie może.

Zbrodniarz, nie pytając o zgodę, rozwinie cztery swoje wędki pod twoim nosem, z boku ciśnie jedną żywcówkę i jeszcze będzie dorabia! spinningiem. Bo on przyjechał po mięso, relaksował zaś się będzie w domu przed telewizorem. Wywlecze w końcu taki zbój „na blachę” dwa szczupaczki wielkości bałtyckich śledzi, klamotnie jeszcze drzwiami oraz bagażnikiem dwa razy i odjedzie z szyderczym komentarzem: „Coś panu, panie kolego, te liny nie biorą”. To nie koniec pięknego poranka. Za chwilę może przybyć na łączkę szaleniec na motorynce. Też trąci cię prawie kołem w plecy, też zaryczy niczym ranione zwierzę…

Aż się chce wykopać prywatną sadzawkę, zarybić ją, ogrodzić drutem kolczastym i wreszcie spokojnie połowić.

Krąpik

 

Trolling dla troli

Od ponad dwóch lat można w Polsce łowić ryby metodą trollingu. Zalegalizowano sposób, według mnie i w opinii ogromnej rzeszy wędkarzy, barbarzyński, tępiony słusznie przez lata jako pospolite kłusownictwo, bo faktycznie jest usankcjonowanym kłusownictwem.  Mniej obeznanych w temacie poinformuję tylko, że ów trolling, to po prostu „dorożka”, czyli ciągnięcie przynęty (sztucznej bądź naturalnej) za łódką.

Moja prywatna teoria na temat prawnego uznania trollingu jako metody połowu brzmi spiskowo. PZW zalegalizował tę metodę pod naporem producentów sprzętu pływającego i wytwórców silników. Wyniki zbója – trollingowca zależą bowiem wprost proporcjonalnie od jakości jego środka lokomocji. Im więcej kilometrów wody przetrałuje. tym bardziej napchnie siatę rybami.

Metoda, jak już wspomniałem, jest legalna od prawie dwóch lat, ale trole mnożą się na naszych wodach niczym australijskie króliki, stając się prawdziwą zmorą na dużych jeziorach i utrapieniem dla innych wędkarzy. Doświadczyłem w ubiegłym roku uroków sąsiedztwa z trolami podczas jesiennego polowania na okonie. My, czyli grupa zwykłych spinningistów ścigaliśmy na łodziach przemieszczającą się ławicę garbusów, a banda troli z rykiem silników swoich szpanerskich łodzi czesała we wszystkich kierunkach okoniową toń, śmigając miedzy nami i ocierając się prawie o burty naszych łódek. Bez jakichkolwiek skrupułów, bez zapytania choćby czy mogą wejść na łowisko, które już przecież było zajęte. Ich nie obowiązują odległości między wędkującymi ustanowione regulaminem. Oni tworzą własne, rozbójnicze prawo.

Ja już nie wspomnę epitetów, jakimi częstowali troli spokojni spławikowcy przybrzeżni zasadzający się w trzcinkach na rybki spokojnego żeru. Nęci taki wczasowicz łowisko przez kilka dni, zachęcając płocie i leszcze do brania, a potem taki trol z warkotem przetrałuje to miejsce dwa lub trzy razy i jest po ptakach, a raczej po rybach.

Trole się usprawiedliwiają, że metoda jest etyczna, bo „kontaktowa”, że niby trzymają przecież wędki w rękach, więc jest podobnie jak podczas spinningowania, tyle, że zamiast używania kołowrotka, przynęta jest holowana za łódką. Oszustwo – proszę Państwa! 90 procent troli ustawia wędki w podpórkach i zajmuje się prowadzeniem łodzi. Robi się więc, nazwijmy rzecz po imieniu, zwykła samołówka, ta zaś metoda nie ma nic wspólnego ze sportowym połowem ryb i powinna być jak najszybciej zabroniona. W przeciwnym razie za lat kilkadziesiąt, a może wcześniej, okonie, szczupaki i inne drapieżniki oglądać będziemy przez szybę w zoologicznym akwarium.

Krąpik

 

Szpan nadbrzeżny

Myśl, że wędkowanie powinno się uprawiać na tzw. zdrowy chłopski rozum (ZChR) wyrażałem na tych łaniach już wielokrotnie. Na ZChr, czyli logicznie, racjonalnie, przy zastosowaniu podstawowej, elementarnej choćby znajomości ichtiologii, rybich zwyczajów, wód, jednym słowem przyrody. Ta część wędkarskiego fachu jest według mnie najważniejsza. O wiele bardziej istotna niż wszelkie techniczne wynalazki i nowe. rewelacyjne pono metody połowu. Bezmyślną pogoń za nowościami, a zwłaszcza bezrozumne praktykowanie owych nowinek wszędzie, w każdych warunkach i okolicznościach traktuję jako przejaw najwyższej arogancji wobec praw przyrody i skłonność do szpanu.

Mój kolega z WSO, z którym każdego roku dwa tygodnie przeznaczamy na wspólne wędkowanie, stara się mnie za każdym razem zaskakiwać swoimi nabytkami. Zdziwko, nie powiem, łapie mnie każdorazowo, głównie jednak na etapie przeglądu sprzętu kolegi, bo mój domowy budżet takich inwestycji by nie wytrzymał. Ale już w praktyce, tak się przynajmniej do tej pory działo, technika mojego przyjaciela raczej zawodziła.

Kilka lat temu na przykład całkowitą plajtą zakończyły się połowy z zastosowaniem elektronicznego czujnika brań. Wiało od rana dość mocno, no więc uruchomiłem swój ZChR i powiadam: „Szykujemy klasyczne, lekko przeciążone zestawy i spróbujemy leszczy”. A on się tylko ironicznie uśmiechnął i montuje czujnik. No i piszczał ten aparacik bezustannie przy każdym bujnięciu łódki. Ja „starą” metodą kilka łopatek wyjąłem, mój przyjaciel – zero!

W zeszłym roku oszałamiał mnie dziewięciometrową tyką wyczynową ze skróconym zestawem. To ja znowu swoje: „Jesteś na «moim» terenie, na «moim» jeziorku, które znam jak własną kieszeń. Lina i karasia podnęciłem – siedzi w grążelach trzy metry od brzegu. Twój skrócony zestaw na nic się w tych warunkach nie przyda”. Nie dał się przekonać. Siedzieliśmy na cypelku zanurzeni po szyję w tatarakach. Cypelek wąziutki, dwumetrowej szerokości za nim rów melioracyjny. Ja z lekkimi spławikówkami po dwóch minutach już łowiłem i nim kompan wyprawy zdążył rozłożyć swoją tykę, ja już miałem dwa przyzwoite karasie. Bo potem to już było po łowieniu. Kolega szamotał się w tatarakach okrutnie, hałasował, co i raz po pustym zacięciu podczas składania monstrum jakiś segment z pluskiem spadał do melioracyjnego rowu. Liny i karasie odeszły naturalnie w siną dal.

W tym roku z kolei kolega od progu zakomunikował: „Tylko grunt! Żadnego spławika, koszyczek zanętowy. dziesięć deko ołowiu i dzwoneczek. Leszcz – pewny!” – obwieścił. Ja znowu po chłopsku na tę, tym razem znaną od lat metodę: „Dno jest grząskie, ciężarek wbije się w muł i w życiu nie zauważysz brania”. Na nic się oczywiście zdały moje sugestie, bo koleś niewzruszony pozostał niczym głaz – kolejna klęska!

Czekam z niepokojem kolejnego sezonu. Ciekawym ogromnie, czym mnie koleżka zadziwi tym razem?

Krąpik

 

*        *        *

Rok 2000

Alfabet brań

Nie słyszałem do tej pory, by ktoś pokusił się o opracowanie słownika terminów wędkarskich, a przecież w praktyce takowy istnieje. Nieuświadomiony często, ale mimowolnie, odruchowo wręcz praktykowany. Wystarczy, że znajdziemy się nad wodą, a usta same śpiewają pieśń nie do końca zrozumiałą dla laika.

Weźmy dla przykładu na ząb choćby jedną fundamentalną rybią czynność – branie. Cóż za bogactwo treści i finezyjnych związków z charakterem, temperamentem i zwyczajami wodnych stworków.

Absolutna studnia – ryba nie bierze w ogóle.

Atak – tylko w wydaniu drapieżnika (wyobrażacie sobie na przykład atak krąpika? – czysty śmiech).

Branie – właściwy przedmiot naszych rozważań.

Cykanie – robota drobiazgu wodnego – plotki, uklejki.

Dryf – odmiana brania na żywca, gdy np. szczupak wlecze spławik po powierzchni wody i nie topi go.

E – czeka na zagospodarowanie.

Fatalnie – klasyczna odpowiedź na rutynowe pytanie, czy bierze?

G…no bierze – mało eleganckie określenie całkowitego braku brań.

H – ja nie słyszałem.

Iii tam – to samo co pod „G”, tylko ładniej.

Jak nie walnie! – gwałtowne branie dużej ryby.

Klamotnięcie – może to być robota np. olbrzymiego suma.

Linowe branie – długotrwale, wystawiające wędkarza na poważną próbę nerwów.

Mizerne brania – nazwa mówi sama za siebie.

Murowanie – wziął duży okoń i chodzi przy dnie.

Ni cholery – już południe, a podbieraczek suchutki.

Odjazd – tylko w wydaniu karpia – tłuścioszka.

Pukanie – mała rybka wkurza wędkarza.

Pobicie – blacha, gumka lub żywiec w paszczy mięsojada.

Rąbnięcie – coś jak klamotnięcie i kij się natychmiast gnie.

Skubanie – mniej więcej to samo co pukanie.

Tarpanie – określenie właściwe przy łowieniu na przystawkę.

Uderzenie – domena szczupaka, sandacza, suma. bolenia, dużego garbusa.

Wykładanie  (spławika) – stary leszczowy numer.

Za Chiny Ludowe nie weźmie – autokomentarz po pięciu godzinach beznadziejnego wpatrywania się w spławik.

 

Krąpik

 

Pora łopaty (albo łopatek)

Mowa naturalnie o leszczu, pospolitej jeszcze na szczęście i pięknej rybie zasiedlającej większość naszych rzek i jezior. Wdzięczna to zdobycz, bo dość długo i dobrze żeruje (od początku lata do października), chociaż, wbrew pozorom, wcale nie taka łatwa, zwłaszcza te złocistomiedziane, „omszałe” okazy powyżej 2 kg. Klucze do sukcesu w zasadzie są dwa. Pierwszy polega na zlokalizowaniu miejsc przebywania leszczy. A lubią one głębokie zatoki rzeczne o spowolnionym prądzie, łagodne stoki podwodne w jeziorach, miejsca za uskokami dna, najlepiej porośnięte roślinnością. Upodobały sobie miękkie, muliste lub gliniaste podłoże. Tam, gdzie ubogo z pokarmem, a więc twardo (żwir, czysty piasek) nie ma go co szukać.

Potrafi żerować nawet na 15. metrach głębokości (głównie te medalowe okazy), mniejsze sztuki znajdziemy już w strefie litoralu, średnie w sublitoralu na kilku metrach. Swoją obecność często zdradzają spławianiem (to dobra podpowiedź, gdzie powinno się nęcić i czekać na branie) oraz bąbelkowaniem, a raczej pienieniem wody na powierzchni, co jest rezultatem specyficznego i właściwego temu gatunkowi sposobowi filtrowania mułu i wyszukiwania w nim smakowitych kąsków.

Drugi warunek powodzenia zawiera się w systematycznym, kilkudniowym nęceniu. Z przypadkowej, jednorazowej zasiadki możemy liczyć jedynie na przypadkową rybę. Na szczęście leszcz nie jest wybredny jeśli chodzi o upodobania pokarmowe. Prawie do wszystkiego da się przyzwyczaić. Znam wielu wytrawnych łowców leszczy i każdy ma swoją tajemną broń na tę rybę. Ale większość stosuje prostą zasadę: nęci ziemniakami, płatkami, pęczakiem, makaronem i łowi dokładnie na to samo. To zdecydowanie najtańszy sposób, o  wiele tańszy niż wabienie drogimi gotowymi zanętami wątpliwej często skuteczności. Ja od lat jako preferuję słodką kukurydzę z puszki. Zwykłą kukurydzę z dodatkami smużącymi i obciążeniem (najczęściej gliną), czasami zwiększam masę zanęty rozmoczonym suchym pieczywem gromadzonym pieczołowicie przez zimę.

Leszcz nie wymaga jakiejś specjalnej finezji sprzętowej. Zwykła odległościówka o nieco sztywniejszej niż na płocie akcji szczytowej. Żyłka główna 0,17 (to na wypadek podejścia karpia), przypon 0,12 lub jeszcze cieńsza plecionka, haczyk mieszczący 2-3 ziarenka kukurydzy. Kołowrotek ustawić tak, żeby „popuścił” przy zacinaniu.

Słowo o obciążeniu. Dobrze jeśli ostatnią śrucinę na przyponie zamocujemy nie dalej niż 10 cm od haczyka. To nam pozwoli widzieć owo modelowe branie leszczowe (wyłożenie, postawienie, przytopienie). Ale jeśli stosujemy tzw. miękkie przynęty nie ma sensu czekać na topienie spławika, tylko ciąć już przy jego wyłożeniu. I ostatnia propozycja: leszcz nocą (potrzebne będą świecące końcówki spławików – „knick-licht”). Próbowałem. Zaręczam, że między 23.00, a 2.00 leszcze nie chadzają spać.

Krąpik

*        *        *

Rok 2001

Pełzam, padam do nóżek, chylę czoła

Jakiś czas temu na tych łamach i w tym kąciku wygłosiłem wielce niefrasobliwą pochwałę, mało pochwałę – hymn pochwalny cienkim barytonikiem wręcz wyśpiewałem dla wędkowania amatorskiego, radosnego i uniwersalnego (Jedna wędeczka na wszystkie ryby. Chwyci okonek – brawo! Weźmie płoteczka – co za radość! Leszczyk wyłoży spławiczek – och i ach! Dewiza wędkarza uniwersalnego i pogodnego brzmi bowiem: jak ma wziąć, to weźmie na wszystko i na każdy zestaw!). Piałem naonczas nad urokami wschodu słońca, mgiełkami, poranną bryzą, co miało jakby sugerować, że w gruncie rzeczy nie o złowienie rybki chodzi, lecz pożyteczny ze zdrowotnego i estetycznego punktu widzenia kontakt z naturą. Wredne moje. choć nieco zamaskowane knowania wymierzone były (przyznaję to dzisiaj dobrowolnie i z uczuciem głębokiego zawstydzenia) w zawodowe, profesjonalne do krwi i bólu warstwy braci wędkarskiej. I oto dzisiaj na znak pokuty w ich (zawodowców) przytomności posypuję swój łebek sporą przygarścią popiołu.

Z frywolnego podejścia do śmiertelnie poważnej kwestii wędkowania wyleczyły mnie skutecznie w minionym sezonie karpie. Zadomowiły się i rozmnożyły w moim ulubionym jeziorku nad wyraz dobrze. Oj, dały ci mi one solidną lekcję pokory. Nauka szacunku była bezlitosna i bezpardonowa. Ze swoimi leszczowo-płotkowymi wędkami czułem się jak, nie przymierzając, nędzny, marny robak. Powiem krótko: jako nowicjusz i całkowity abnegat w połowie tego zacnego gatunku wodnych stworzeń dostałem ci ich w trakcie miesięcznego urlopu sztuk dwanaście! I jeśli na zakończenie poprzedniego zdanka postawiłem wykrzyknik, to tylko dlatego, by w kolejnym wykrzykników było trzy: straciłem zaś tłustych i miłych sercu cielątek dwadzieścia osiem!!!

Nie muszę naturalnie nikogo przekonywać, że prosty rachunek procentowej skuteczności łowienia nakazuje mi wystawić świadectwo ostatniego jełopy, duraka czystej wody, lub,  co się akurat zgadza z moim znakiem zodiadku, barana. Pełzając od ubiegłego roku na czworaczkach, chyląc się w pokłonach i zdejmując przy każdej okazji czapeczkę przed prawdziwymi zawodowcami – łowcami karpi, pragnę
niniejszym wyznać, iż nie mam nic na swoją obronę. Rozgrzeszenia nie mogą mi bowiem udzielić ani trudne warunki (90 proc. brań na granicy grążeli), ani poprzecierane żyłki, których w zadufaniu swoim nieobliczalnym nie wymieniłem, ani zardzewiałe przelotki działające niczym tarcze ścierne, ani nawet dotychczasowa, wyznawana przeze mnie, filozofia: jak coś się ma złapać, to się złapie – na wszystko i na każdy zestaw.

Wiadomo jest powszechnie, że chodzenie z nalepką jełopy uciążliwości sprawia niepomierne. Gorsze to niż ospa czarna, hiszpanka lub malaria razem wzięte. Kuruję się tedy z makabrycznej dolegliwości nieudacznika całą zimę. Leki w fachowym sklepie (literatura przedmiotu plus profesjonalna wędka) kosztowały kilkaset złotych. Przepitki z zawodowymi łapaczami cypryniusa też swoje piętno odciskają na budżecie. Niech odciskają, byle ten fatalny rezultat (12:28) już się latoś nie powtórzył. Niechby chociaż remisik…

Krąpik

 

 

Oglądaj żywca swego

Temat przyszedł mi do głowy po jesiennym, wcale, wcale udanym sezonie połowów na żywca. Bywa bowiem tak, że z góry nastawiamy się na konkretny rodzaj drapieżnika. Pod tym kątem przygotowujemy sprzęt, rodzaj i wielkość przynęt. Na słabo znanym akwenie wybór ten okazuje się często chybiony, a potwierdzić go może między innymi uważna obserwacja żywca, bo jego zachowanie i wygląd mogą wędkarzowi dać dużo do myślenia.

Żeby nie być gołosłownym: próbowałem w ostatnim jesiennym sezonie uporczywie złowić szczupaka na niewielkim jeziorku, bo mocno zawierzyłem podpowiedziom miejscowych moczykijów, że to jest wybitnie szczupakowa woda. I owszem: 6-8-centymetrowe karaski zbrojone za grzbiet sporą kotwiczką dość często były „pobijane”. Spławik znikał na krótko pod wodą, wypływał, potem trząsł się dziwacznie, ale zacięcia okazywały się puste. Czasami żywiec pozostawał na kotwicy, częściej jednak zrywał się przy energicznym zacięciu.

Widziałem, że karaska była tarmoszona: łuska zdarta po bokach, ale bez skaleczeń i śladów zębów. Aż wreszcie któreś z kolei branie zakończyło się pełnym zdziwienia sukcesem. Ale póki co, to „coś” mocno „murowało” i broniło się niezwykle dynamicznie. Garbus!!! Piękne, prawie trzy czwarte kilograma okonisko. Więc to takie buty?! Przezbroiłem natychmiast jedną wędkę na klasyczną okoniową żywcówkę z pojedynczym haczykiem i spławikiem antenowym. Najmniejsze, jakie miałem, 4-5-centymetrowe karaseczki czepiałem już nie za grzbiet, tylko pyszczek. I to jeziorko, gdzie się pochopnie zaprogramowałem na szczupaki, dało mi najmilejsze, jak do tej pory wspomnienie żywcowania okoniowego. Naturalnie gdybym te swoje tak często „pobijane” żywce uważniej oglądał, to pewnie w końcu dostrzegłbym ich skalpowanie z łuski, a nie charakterystyczne dla szczupaka kaleczenie żywca. A poza tym owo charakterystyczne w pierwszej fazie podbicie spławika przy braniu i jego późniejsze nerwowe drgania – okoniowa robota!

Po tych wszystkich szalbierstwach i dziwacznych pobiciach jestem dzisiaj odrobinę mądrzejszy i na jesienne połowy szczupaka zawsze zabieram dodatkową wędkę – okoniówkę i malutkie żywczyki. Nawet tam, gdzie dotychczas pewną zdobyczą bywały jedynie szczupaki. Głodne garbusy potrafią. oczywiście najczęściej bezskutecznie, skubać niewiarygodnie duże, jak na ich codzienne upodobania, przynęty żywe, denerwując przy tym okrutnie wędkarzy. Warto więc pamiętać o tej okoniowej priwyczce i mieć w odwodzie stosowną broń na głodnego garbuska.

Krąpik

 

Rozterki na początku lata

Każdego roku jest tak samo – przychodzi wiosna, zaraz po inauguracji sezonu kalendarzowe lato i głodny przygody wędkarz staje przed najtrudniejszym dylematem – co łowić? Jest problem, bo jest wybór. I to jaki wybór! Poza nielicznymi gatunkami, większość wodnych stworzeń dużych i małych zakończyło już prokreacyjne obowiązki i gania w odmętach bez opamiętania za dobrym jedzonkiem, by odrobić energetyczne straty.  Kuszą drapieżniki, bo u progu lata, gdy wynurza się dopiero wodna roślinność, jest wyjątkowa szansa złowienia dorodnego szczupaka, coraz żwawiej rusza się okoń polujący stadnie na odbywające tarło ukleje, w kolejce czeka już i sum, i sandacz. No i cała plejada roślinożerców spokojnego żeru, którą w ten czas najłatwiej zlokalizować w dostępnych jeszcze, bo dopiero porastających bujną latem roślinnością, płytszych zakolach i zatokach. Przy samym niemal brzegu „siedzi” dorodna płoć, karaś, lin, ciut głębiej leszcz i karp.

Co łowić? Na to pytanie najlepiej odpowiedzieć sobie jeszcze w domu, bo nad wodą szkoda tracić czas na szamotaninę z przemontowywaniem zestawów, gdy złośliwy sąsiad podpowie ci, że „Rusza się leszcz, a płoć jeszcze drętwa” lub na odwrót. Z mojego, najbardziej osobistego rachunku klęsk i prześwietnych victorii wynika, że najwdzięczniejszą i najpewniejszą zdobyczą o czerwcowym poranku bywa karaś srebrzysty (o złotym zmilczę, bo jak braci wędkarskiej wiadomo coraz go mniej w naszych wodach, choć przed laty był gatunkiem nad „japońcem” dominującym. A swoją drogą, cóż to za czasy, że srebrne góruje nad złotym).

Agituję za srebrzystym z kilku powodów. Najprzód z tej to przyczyny, że „japończyk” pozwala się łowcy wyspać (ja najskuteczniej poławiałem go między siódmą a dziewiątą rano). Po drugie: lubi. jak większość normalnych wędkarzy, ciepło. Po trzecie: nie ma owa rybka jakichś szczególnie wyrafinowanych potrzeb pokarmowych co do zawartości haczyka ani nie wymaga obfitego, długotrwałego nęcenia. Po czwarte: łatwo ją zlokalizować w płytkiej wodzie zarastającej powoli grążelami i moczarką kanadyjską. Po piąte: niewiele potraw jest w stanie konkurować z karasiem w śmietanie.  Mógłbym tak bez trudu dojechać do dziesiątego argumentu „za”. „Przeciw” i to całkiem drobnego kalibru jest tylko jeden – długie wędzisko i specyficzny sposób podawania zestawu, czyli delikatne opuszczanie go między grążelowe liście (o tradycyjnym zarzucaniu w tych warunkach mowy być nie może). Pamiętajmy jeszcze, by nie przesadzać z jak najbliższym haczyka obciążaniem przyponu, bo łowimy zazwyczaj na miękkim, mulistym dnie wyścielonym na dokładkę dywanikiem z moczarki kanadyjskiej. Chodzi o to, by przynęta delikatnie spoczęła na tym podłożu, a nie wbiła się weń. Nęcić punktowo i oszczędnie.

I jeszcze słówko co do osobliwego ponoć przyzwyczajenia karasi, to znaczy patologicznego wstrętu do sterczącej końcówki haczyka. Eksperymentowałem, a jakże. I coś faktycznie w tym jest, bo jeśli grot bywał dokładnie opatulony przynętą, to brań było więcej. Ten jednak kaprys można karasiowi wspaniałomyślnie wybaczyć.

Krąpik

 

Bierze!!!

Co kraj to obyczaj – powiada mądre przysłowie.

Z rybkami podobnie; każdy gatunek ma jakieś swoje właściwości i upodobania – środowiskowe, pokarmowe, pogodowe. Po wielu latach wędkowania można z całą pewnością na przykład powiedzieć, że nie ma ryb biorących identycznie (naturalnie mowa o różnych gatunkach).

Tylko adept rzemiosła, nowicjusz powie, że spławik kiwa się jednakowo, że coś puka czy trąca przynętę umieszczoną na końcu zestawu. Tymczasem ten kawałek balsy mówi prawie wszystko i prawie zawsze, niemal ze stuprocentową gwarancję zwiastuje nam zdobycz. Czytanie spławikowego zachowania, odszyfrowanie tego tańca jest w zasadzie jedynie kwestią wiedzy, doświadczenia i sumy godzin spędzonych nad wodą.

Brania leszcza, karasia, okonia, płoci czy lina, że wymienię tylko najczęściej poławiane w naszych wodach gatunki, różnią się diametralnie.

Leszcz robi koziołka. Koziołka robi oczywiście spławik. Owo charakterystyczne wyłożenie jest następstwem pobierania przez leszcza pokarmu z samego dna i odfiltrowywania mułu już w pozycji wyprostowanej – poziomej. Stąd to niepowtarzalne klapnięcie spławika na wodę i dobry moment na zacięcie.

Karaś wlecze spławik. Dopiero, gdy przegapimy branie i rybka nabierze nabierze rozpędu między grążelami, zdarza się zatopienie spławika. W pierwszej fazie jednak prawie zawsze można mówić o ciągnięciu spławika po powierzchni wody.

Lin, czyli dostojeństwo monarchy. Niektórzy twierdzą, że bierze podobnie jak karaś. Proszę Państwa! Różnica jest kolosalna. Karaś przy linie jest pachołkiem, giermkiem najwyżej. Lin królem! Ileż w jego braniu dostojeństwa, niespieszności, powagi. Ale jak już połknie kęs i ruszy, to z dystyngowanego władcy zamienia się w jednostajnie przyspieszającą lokomotywę. On zanim coś zje lubi długo smakować śniadanie, bawić się, stąd ten wielominutowy nieraz nudny ruch spławika: trochę w prawo w lewo, do przodu i kółeczko. Czekać cierpliwie na odjazd pociągu.

Okoń raptusiewicz. Zabawa nie leży w  jego naturze, bo to gwałtownik okrutny i żarłok. Prędki we wszystkim, o czym się przekonujemy uwalniając zdobycz z haczyka, który zazwyczaj tkwi głęboko w przełyku. Spławik albo od razu znika pod wodą, albo jest podbijany do góry (wariant ataku od dołu) i dopiero wtedy topiony.

Płoć, czyli kobieca zmienność. Jej branie też jest bardzo charakterystyczne, ale można mówić o kilku odmianach tego brania. Trochę inaczej będzie wyglądać, gdy zaserwujemy przynętę „z wody” (kilka puknięć i dość wyraźne zatopienie, przytopienie spławika), trochę zaś inaczej, gdy danie położymy „na gruncie” (może być powierzchniowy hol lub podobne do leszczowego wyłożenie spławika).

Szczupaka, krasnopiórę, miętusa, jazia, z wiadomych powodów krąpia, i kilka innych gatunków zostawić muszę na lepszą okazję.

Krąpik

 

Żywiec do lamusa?

Tocząca się od jakiegoś czasu na łamach prasy wędkarskiej dyskusja na temat ustawowego zakazu połowu metodą „na żywca” zawiera, według mnie, sporą dawkę hipokryzji i, nomen omen, żeruje na ichtiologicznej niewiedzy. Hasło naczelne jest, jak zwykle w takich razach, szczytne i wzruszające: zakażemy żywcowania, co przyczyni się do odbudowy pogłowia drapieżników, mocno dzisiaj przetrzebionych. I argument drugi – humanitarny: w dobrym świecie nie można kłuć małych rybek, a potem, gdy tę małą rybkę połknie większa – mięsożerna, wbijać grotu haka lub kotwicy w jej paszczę, bo to boli.

Uprzejmie przepraszam, ten sposób rozumowania prowadzić powinien niechybnie do wniosku, że należy zakazać wszelkiego wędkowania, bo w tym fachu ciurkiem coś się na haczyk nabija, by coś złowić. Przebijamy, przewlekamy, nawlekamy przynętę (bardzo często żywą), by zaciąć, czyli wbić w rybią wargę i złowić ją. Taka jest istota wędkowania!

Na całej rozmowie o „być, czy nie być” metody żywcowej mocno ciąży, jak mi się wydaje, fundamentalizm myślowy wszelkiej maści, pożal się Boże, obrońców przyrody i wszelkiego życia w ogóle. Sekty te, myślę o skrajnie patologicznych organizacjach, bronić będą do upadłego każdej roślinki, drzewka, wszelkiego  żyjątka, mimo tego, że nasz – morderców (wędkarzy) i ich żywot zależy wprost od tego, ile tych żywych organizmów zjemy, przetworzymy na odzież itp., itd.

Jestem przeciwny zakazowi żywcowania, bo przy tej metodzie połowu ryba ma tyle samo szans, co przy innej, bardziej rzekomo humanitarnej. Będę bronił żywcowania, bo to nie wędkarze trzebią ryby drapieżne. Winni są głównie truciciele wód, nierozważni, nastawieni jedynie na doraźny zysk właściciele wielu akwenów i rzesze barbarzyńskich kłusowników, spośród których wielu, niestety, legitymuje się kartami wędkarskimi. I co z tego, że „moje” niewielkie jeziorko na jesieni ubiegłego roku wzbogaciło się o kilkaset kilogramów szczupaczej dziatwy, skoro od wczesnej wiosny odbywa się prawdziwa rzeź tych śledziaków, bo do takich rozmiarów zdążyły podrosnąć. I jeśli spytać takiego zbrodniarza, dlaczego ładuje do siaty trzydziestocentymetrowe niedorostki, to zawsze odpowie, że przy zacinaniu kotwiczka mocno uszkodziła paszczę drapieżnika. Gadka szmatka. Dla szczupaka takie „rany”, to tyle co dla człowieka zadraśnięcie. Wielekroć łowiłem szczupaki ze szczątkami strawionych kotwic i haków nie tylko w pyskach, ale i w żołądkach.

Sprzeciwiam się postulowanemu zakazowi, bo nie tu pies pogrzebany. Drapieżników ubywa, bo trujemy wody i powszechnie pleni się kłusownictwo.

Krąpik

 

Albo ogórki, albo koper

Działkowicze powiadają, że jak jest rok ogórkowy, to nie koprowy, co w tym roku akurat nieźle się sprawdziło, w każdym razie tak właśnie porobiło się na mojej działce. Taki mógłby być początek rubryki pana Ogrodnika obecnej naturalnie na kolejnych stronach „Rozmaitości”. My tu jednak o wędkowaniu mamy snuć rozważania. I będziemy, bo oto pozwalam sobie przedłożyć Szanownym Czytelnikom po kiju całkowicie prywatną teorię toczka w toczkę podobną do ogrodniczej wersji urodzaju ogórasów i marności nieodłącznego w kiszonym przetworze tegoż warzywa – kopru.

Proszę Państwa, oto ona. Jak jest rok sumowy, to nie karpiowy. Doświadczyłem ci ja nadzwyczaj boleśnie onego kuriozum, oj doświadczyłem. Ból mój łatwiej pojąć jeśli się wie. że po latach amatorszczyzny sprzętowej w poławianiu akuratnych konsumpcyjnie (2-3 kg) karpi, sprawiłem sobie całkiem udatny sprzęcik, akuratny do pojmania bydlątek znacznie większych. – Zainwestuje ładnych kilkaset złotych – dumałem przed wakacyjnym sezonem – by nie wracać znad wody ze spuszczonym łbem i nie tłumaczyć się  głupio przed rodziną, że wracam wprawdzie tylko z jednym półtorakilogramowym kundelkiem, ale holowałem  jeszcze cztery sztuki, tylko, że one złośliwie coś tam zrywały, odginały, łamały szczytówki itd., itp.

Basta! – przewidywałem. Tego roku starczy karpia dla wszystkich. Mięsko oferowane będzie najbliższym i przyjezdnej gawiedzi w rozmaitych postaciach: w galarecie, w sosie szarym, faszerowane, z rusztu, tradycyjnie smażone na maśle, zaś na szanownych karpich łbach ugotujemy smaczną uchę, która wprawi konsumentów w stan ukojenia, zadowolenia i kolejne stadia smakowej rozkoszy.

Imaginujcie sobie Państwo, że karpia nie było pod żadną postacią – nie brał skurczybyk ni w ząb. Kilkanaście opakowań zanęty poszło w wodę, parę kilogramów kulek proteinowych, dwie zgrzewki ulubionej do tej pory przez karpie z mojego jeziorka kukurydzy – kij w wodę. Studnia!

Ja trawiłem czas, czekając godzinami na karpia swojego życia, a kilkaset metrów dalej, na bużnym zakręcie z głębokich dołów konkurencja wyrywała piękne sumy. Im częściej grzmiało, im więcej przechodziło nawałnic, im goręcej prażyło słońce, tym lepiej te dranie szarpały. W biały dzień, bywało, że w samo południe, takie bezczelne. Piękne oliwkowe wąsacze.

I co mnie biednemu przyjdzie robić za rok? Na karpie czy na sumy się zasadzać? Obrodzą ogórki czy koper?

(smutny latoś) Krąpik

 

 

 

2013/04/15 | Supplementum

Suplement XLVII

Roczniki nauk rolniczych. 1974, Tom 96:  s. 7-26.

DOJRZEWANIE PŁCIOWE RYB (SYNTEZA LITERATURY
 ŚWIATOWEJ)

Krzysztof Bieniarz, Karol Opuszyński

Akademia Rolnicza w Krakowie, Instytut Zoologii Stosowanej
Dyrektor Instytutu: prof. dr hab. Władysława Niemczyk
Instytut Rybactwa Śródlądowego, Zakład Gospodarki Stawowej, Żabieniec
k. Warszawy
Kierownik Zakładu: dr Julian Wieniawski

 

Synopsis. The course of sexual maturation in Teleostei as the result of interaction of brain, pituitary gland and gonads. Differences with this regard between the Teleostei and the remaining vertebrates. The effect of some external factors upon the maturation of fish.

WSTĘP

W całym rolnictwie, a zwłaszcza w zootechnice, przechodzi się ostatnio na tzw.  „przemysłowe metody produkcji”. W rybactwie stawowym pod tym pojęciem rozumie się m. in. uniezależnienie od warunków atmosferycznych przynajmniej niektórych momentów w chowie ryb. Jednym z nich jest rozród ryb. Dlatego w gospodarce stawowej coraz częściej usiłuje się wpływać na przebieg procesu dojrzewania płciowego szeregu gatunków ryb, przeprowadzać sam akt tarła w sposób kontrolowany i bezpośrednio czuwać nad inkubowaniem jaj oraz nad wzrostem i rozwojem wylęgu. Celowe wydaje się zatem zebranie najnowszych danych, dotyczących procesu dojrzewania płciowego u ryb. Ich znajomość jest bowiem niezbędna do opracowania i stosowania skutecznych metod kontrolowanego rozrodu.

PROCES DOJRZEWANIA PŁCIOWEGO RYB

Dojrzewanie płciowe ryb, podobnie jak i systematycznie wyżej stojących kręgowców, jest wynikiem przede wszystkim wzajemnego oddziaływania na siebie 3 narządów o różnej budowie i różnym działaniu: mózgu (a zwłaszcza jego części — podwzgórza), przysadki mózgowej i go- f nad (jądra, jajniki). W mniejszym stopniu biorą w tym procesie udział tarczyca i nadnercze.

Gonady ryb i ich produkty są na ogół znacznie lepiej znane ichtiologom, niż przysadka i mózg. Z tego też względu opis procesu dojrzewania płciowego rozpoczęto od gonad, jakkolwiek autorzy zdają sobie sprawę, że z punktu widzenia morfologicznego i fizjologicznego właściwa kolejność powinna być odwrotna.

U zarodków wszystkich ryb, zarówno u samców jak i u samic, powstają gonady w postaci listew płciowych, które później zmieniają się w fałdy płciowe. U ryb kostnoszkieletowych z tych samych związków kształtują się nasieniowody i jajowody. Powstają więc niezależnie od układu wydalniczego i tym się różnią od nasieniowodów i jajowodów pozostałych ryb i kręgowców lądowych.

 W listwie płciowej występują komórki nabłonka otrzewnej i znacznie większe od nich komórki płciowe. Tkanka łączna, obecna w fałdzie płciowym wraz z naczyniami krwionośnymi, rozdziela komórki płciowe na mniejsze skupienia, które tworzą w jądrze pęcherzyki nasieniotwórcze zawierające komórki płciowe [40]. Pomiędzy pęcherzykami znajdują się komórki Leydiga lub podobne do nich komórki produkujące prawdopodobnie sterydy (m. in. testosteron i androsteron [89, 90]), komórki Sertoliego, które pełnią funkcję odżywczą w stosunku do komórek generatywnych i fagocytarną w stosunku do nie zużytych plemników [66, 69] oraz produkują hormony sterydowe [19].

 W rozwoju ontogenetycznym jąder Sakun i Buckaja [81] wyróżniają 6 stadiów dojrzałości:

— stadium pierwsze — jądra anatomiczne jeszcze nie rozwinięte — przezroczyste komórki płciowe występują w postaci oddzielnych dużych spermatogonii;
— stadium drugie — jądra nieprzezroczyste, komórki  płciowe w pierwszym stadium rozmnażania;
— stadium trzecie — rozmiary jąder bardzo się zwiększają; komórki płciowe są reprezentowane przez spermatogonia, spermatocyty pierwszego i drugiego rzędu oraz spermatydy;
— stadium czwarte — jądra duże o mlecznobiałym zabarwieniu; zakończony proces spermatogenezy; w pęcherzykach nasiennych znajdują się dojrzałe spermatozoidy;
— stadium piąte — tzw. stadium cieknięcia; jądra w pełni dojrzałe tworzy się płyn nasienny; w tym stadium samce przystępują do tarła;
— stadium szóste — potarłowe; jądra zmniejszone, wiotkie, pęcherzyki nasienne opróżnione.

Po tym stadium u większości gatunków rozpoczyna się na nowo proces spermatogenezy. W cyklu płciowym powtarzają się przedstawione wyżej stadia od 2 do 6. Długość trwania poszczególnych stadiów dojrzałości płciowej jest różna u poszczególnych gatunków (rys. 1). W jajnikach nabłonek otrzewnej  otrzewnej skupia się dookoła pojedynczych komórek płciowych i tworzy ścianę przyszłego pęcherzyka jajnika (Graafa).  Funkcje komórek nabłonkowych jajników są jeszcze problematyczne. Uważa się, że komórki te mają znaczenie w gromadzeniu się żółtka w jajach, usuwaniu żółtka, gdy nie doszło do owulacji, przy odżywianiu komórek jajowych, fagocytozie [13, 18] oraz prawie na pewno produkują estrogeny (estriol, estradiol) [8, 45].

Rys. 1. Zmiany sezonowe w jądrach kilku gatunków ryb (według Sakun i Buckaja [80]:
a — Lucioperca lucioperca, b — Esox lucius, c  — Salmo salar,
d — Silurus glanis, e — Cyprinus carpio, f — Rutilus rutilus;
1 — II-III stadium, 2 — IV stadium, 3 — V stadium, 4 — VI stadium

Fig. 1. Seasonal changes in the testes of some species of fish
(according to Sakun and Buckaja [80]: a — Lucioperca lucioperca,
b — Esox lucius, c — Salmo salar, d — Silurus glanis,
e — Cyprinus carpio, f — Rutilus rutilus; 1 — II-III stage,
2 — IV stage, 3 — V stage, 4 — VI stage

 

 Komórki nabłonkowe biorą też udział w tworzeniu ciałka żółtego — corpus luteum (przed i po owulacyjnego) [8, 13]. Znaczenie ciałka żółtego jak również proces jego powstawania u ryb nie są jeszcze jednak w pełni znane.

Sakun i Buckaja [81] rozróżniają 6 stadiów rozwoju ontogenetycznego: — stadium pierwsze — jajnik składa się przede wszystkim z oogonii i niedużej liczby oocytów,  zaczynających intensywny wzrost;
— stadium drugie — podstawową masę jajnika stanowią oocyty powiększające objętość poprzez zwiększenie masy cytoplazmy; część oocytów zakończyła już intensywny wzrost i na ogół można je rozróżnić gołym okiem;
— stadium trzecie — podstawową masę jajników stanowią oocyty powiększające objętość poprzez gromadzenie żółtka (proces witellogenezy); pojawiają się wakuole zawierające węglowodany;
— stadium czwarte — przewaga oocytów o zakończonym procesie witellogenezy; jądro oocytów przesunięte w pobliże micropyle;
— stadium piąte — stadium cieknięcia albo owulacji, dojrzałe oocyty oswobadzają się z otoczki folikularnej;
— stadium szóste — liczne pęknięte pęcherzyki jajnika, komórki płciowe drugiego i trzeciego stadium dojrzałości płciowej.

 U ryb dojrzałych w każdym cyklu płciowym (poza rybami rozmnażającymi się raz w życiu) powtarzają się przedstawione wyżej stadia od drugiego do szóstego.

Długość trwania poszczególnych stadiów dojrzałości płciowej jest różna u poszczególnych gatunków, co zilustrowane jest na rys. 2.

Rys. 2. Zmiany sezonowe w jajnikach ryb o różnych rodzajach cyklu płciowego (Sakun
i Buckaja [80]). a — jesienno-zimowy okres tarła (większość Salmonidae),
b — wiosenno-letni okres tarła — stadium III krótkie (Esox lucius,
Perca fluviatilis, Rutilus rutilus, Cyprinus carpio), c — wiosenno-letni
okres tarła — stadium III bardzo długie (Misgurnus fossilis,
Gasterosteus aculeatus); 1 — stadium II, 2 — stadium II-III,
3 — stadium III, 4 — stadium IV, 5 — stadium V, 6 — stadium VI

Fig. 2. Seasonal changes in the ovaries of fish with different
sexual cycles (according to Sakun and Buckaja [80]). a — spawning period
in the autumn and winter (the majority of Salmonidae), b — spawning period in
the spring and summer — III short stage (Esox lucius, Perca fluviatilis,
Rutilus rutilus, Cyprinus carpio), c — spawning period in the spring and summer — III very
long stage (Misgurnus fossilis, Gasterosteus aculeatus); 1 — II stage,
2 — II-III stage, 3 — III stage, 4 — IV stage, 5 — V stage, 6 — VI stage

 

Produkowane przez gonady androgeny lub estrogeny wpływają na powstanie drugorzędnych cech płciowych, zachowanie płciowe ryb, a poprzez podwzgórze hamują również gonadotropową czynność przysadki mózgowej. Na rozwój gonad mają wpływ hormony gonadotropowe, wydzielane do krwi przez przysadkę mózgową.

Przysadka mózgowa ryb kostnoszkieletowych jest tworem mniej lub więcej kulistym, połączonym szypułą ze spodnią stroną mózgu tuż  za skrzyżowaniem nerwów wzrokowych. Za przysadką znajduje się worek naczyniowy — saccus vasculosus — a obok parzyste płaty dolne — lobi inferiores [40]. Przysadka mózgowa ryb odznacza się dużą różnorodnością budowy. W części nabłonkowej przysadki wyróżnia się pars distalis rostralis, pars distalis proximalis i pars intermedia. Część nerwowa przysadki NH (neurohypophysis) ryb, w przeciwieństwie do wyżej systematycznie stojących kręgowców, tworzy szereg rozgałęzień (rys. 3), które wchodzą w ścisły kontakt z komórkami pars intermedia i dlatego określa się je wspólną nazwą — pars neuro-intermedia, tzn. częścią nerwowo-pośrednią [55].

Rys. 3. Przekrój podłużny przysadki mózgowej węgorza Anguilla anguilla L.
(Rysunek kompilacyjny według kilku autorów opracowany przez
Jasińskiego [52]). 1 — pars nervosa, 2 — pars distalis, 3 — pars intermedia

Fig. 3. Longitudinal section of the hypophysis of eel Anguilla anguilla L.
(Compilatory illustration according to some authors by Jasiński [52]).
1 — pars nervosa, 2 — pars distalis, 3 — pars intermedia

 

W nabłonkowej części przysadki mózgowej znajduje się 8 typów komórek,  różniących się barwieniem przy badaniach histologicznych. Wśród tych 8 typów komórki bazofilne beta i gamma produkują gonadotropiny [53]. Nie jest jednak wykluczone, że te dwa rodzaje komórek to dwa różne stany fizjologiczne jednego typu komórek gonadotropowych. Podawanie gonadrotopin rybich ssakom wykazało, że zawierają one prawie wyłącznie hormon o działaniu podobnym do LH (hormon luteinizujący — luteinizing hormone) i nieznaczne ilości hormonu o działaniu podobnym do SFH (hormon pęcherzykowy — follicle-stimulating hormone). Dane co do tego ostatniego hormonu są wątpliwe [16, 27, 35]. Być może, że w przyszłości, przy zastosowaniu bardziej jeszcze precyzyjnych metod oznaczania obecności FSH w gonadotropinie rybiej, okażą się one pewne [25]. Poszczególne gatunki ryb różnie reagują na iniekcje hormonów gonadotropowych ssaków,  np. LH, HCG (ludzka gonadotropina łożyskowa — human chorionic gonadotropin), PMS (gonadotropina w surowicy źrebnej klaczy — pregnant mare serum) i inne.

Odwrotnie, ekstrakty z przysadek pewnych gatunków ryb powodują reakcję gonad u ssaków, podczas gdy ekstrakty przysadkowe innych gatunków reakcji takiej nie wywołują. LH ssaków wywołuje u wielu gatunków ryb (np. okoniowate), zarówno reakcję gametogenetyczną jak i sterydogenetyczną, natomiast FSH ssaków dawało u wszystkich ryb zawsze negatywne rezultaty.

Badania nad oczyszczeniem gonadotropiny karpia [17] wykazały, że zawiera ona tylko jeden hormon (c-HG), który immunologicznie jest dosyć odległy od LH i wydaje się typowy dla całej rodziny karpiowatych. To jest zapewne przyczyną, że ryby karpiowate nie reagują na iniekcje gonadotropin ssaka. Ciekawe jest jednak, że częściowo oczyszczony ekstrakt przysadki karpia daje tak samo silną reakcję Galli Maininiego (pojawienie się plemników w kloace samców pewnych gatunków żab pod wpływem podskórnych iniekcji substancji zawierających gonadotropiny), jak ekstrakt przysadki łososia [35].

Złota rybka, należąca do rodziny karpiowatych, wydziela spermę zarówno w wyniku iniekcji częściowo oczyszczonej gonadotropiny łososia jak i HCG, a nie reaguje na iniekcje FSH ani LH [105].

Dostępna w niektórych krajach gonadotropina łososiowatych — salmon gonadotropin  (SG-G 100) [25, 27] wywołuje dodatnią reakcję takich gatunków jak Carassius auratus [103, 104], Poecilia reticulata [65], Heteropneustes fossilis [93, 94], Oncorhynchus gorbuscha [37, 38], Mugil cephalus [26, 86, 87], Plecoglossus altivelis [50] i Gillichthys mirabilis [23].

Przysadka działa pod wpływem podwzgórza, a przede wszystkim jego jąder przedwzrokowych NPO — nucleus preopticus i jądra bocznego guza NLT — nucleus lateralis tuberis.

U ryb spodoustnych, dwudysznych i kręgowców lądowych działanie podwzgórza na nabłonkową część przysadki odbywa się za pośrednictwem przysadkowego krwionośnego układu wrotnego. U ryb kostnoszkieletowych nie ma przysadkowego krwionośnego układu wrotnego, a oddziaływanie podwzgórza na nabłonkową część przysadki następuje poprzez istniejące pomiędzy nimi bezpośrednio połączenie (rys. 4).

W nabłonkowej części przysadki stwierdzono biegnące z NLT włókna, których zakończenia łączą się bezpośrednio z komórkami gruczołowymi [33, 34, 54]. Wyjątkowo spotyka się natomiast włókna biegnące z NPO w nabłonkowej części przysadki [54]. Zakończenia tych włókien mogą czasami występować w bezpośrednim sąsiedztwie komórek tropowych [22, 92].

 NPO ma komórki wytwarzające neurosekret (Gomori-pozytywny). który będąc u ryb nosicielem wazotocyny i izotocyny, przekazywany jest aksonami do nerwowej części przysadki [64, 100]. Wazotocyna kieruje metabolizmem wody i soli mineralnych [64, 68], zaś izotocyna obniża ciśnienie krwi i powoduje skurcze mięśni gładkich. Niezależnie od tego, oba hormony mają prawdopodobnie pewne znaczenie w procesach rozrodczych [5, 9].

Jak wykazano w licznych badaniach [9, 95], aktywność jądra przedwzrokowego ryb zwiększa się w okresie rozrodu. Vojtkevic [99] stwierdził ponadto, że poziom izotocyny w okresach przed -i potarłowym jest różny. U węgorzycy obserwowano zmniejszenie się ilości neurosekretu „Gomori-pozytywnego” w komórkach NPO w kwietniu, maju i czerwcu (okres aktywnej spermatogenezy i owulacji) oraz we wrześniu (okres wczesnej ciąży) [75].

Rys. 4. Schematyczny rysunek budowy przysadki mózgowej: a — ryby kostnoszkieletowe, b — ryby spodouste, dwudyszne i kręgowce
lądowe. Pokazano kontakty miedzy zakończeniami włókien neurosekrecyjnych obu typów z pozostałymi składnikami przysadki: linia ciągła — włókna biegnące z NPO; linia przerywana — włókna biegnące z NLT; NL — płat nerwowy; PI — część pośrednia (pars intermedia); PNI — część nerwowo pośrednia (pars neurointermedia); NH — część nerwowa (pars nernosa); EM — wyniosłość  środkowa (eminentia mediana); PDR — część rostralna pars distalis (pars distalis proksymalis); PD — pars distalis;  1 — naczynie, 2 — komórka gruczołowa, 3 — pituicyt (wg Jasińskiego [52])

Fig. 4. Schematic drawing of the structure of hypophysis: a — teleostei, b — elasmobranches, lungfishes and tetrapods. Contacts between the ending of neurosecretory fibers of both types and remaining parts of hypophysis are visible: Full line running from NPO; Broken line — fiber running from NLT; NL — neural lobe; PI — pars intermedia; PNI — pars neurointermedia; NH — neurohypophysis; EM — eminentia mediana; PDR — pars distalis rostralis; PDR — pars distalis proximalis; PD —; 1 — vessel, 2 — gland cell, 3 — pituicite (according to Jasiński [52])

Sezonowe zmiany w neurosekrecyjnej działalności komórek NPO u Carassius auratus gibelio Bloch odkryli Mieszkowska i Jasiński [72]. U pstrąga japońskiego zauważono większą aktywność komórek pars magnocellularis NPO przed tarłem, a mniejszą po tarle. U tej samej ryby spostrzeżono również nagromadzenie neurosekretu w NH w czasie tarła i stopniowe zmniejszanie się jego ilości po tym okresie [96].

Za udziałem w rozrodzie ryb neurohormonów wytwarzanych w NPO przemawiają rezultaty badań Egami [29] i Ishii [51], którzy wykazali wpływ wyciągów z nerwowej części przysadki na dojrzewanie oocytów u przedstawicieli rodzajów Oryzias i Gambusia. Jednak badania Petera [77], w których niszczono NPO za pomocą elektrokoagulacji, nie wykazały wpływu tego zabiegu na gonady u karasia srebrzystego.

Neurosekrecja powstająca w NLT nosi nazwę „Gomori-ujemnej”. Badania Petera [77] udowodniły, że NLT ma istotne znaczenie w gonadotropowej działalności przysadki. Autor ten niszczył za pomocą małej elektrody poszczególne części NLT u Carassius auratus. Okazało się, że uszkodzenie pewnej określonej części NLT (pars (interior) powoduje istotne zmniejszenie  gonadotropowej działalności przysadki u ryb obu płci.

U ssaków zaobserwowano w podwzórzu powstawanie czynników uwalniających hormony przysadkowe (tzw. releasing hormones lub releasing factors) [41, 80]. Wśród tych czynników wykryto LH-RH (hormon pobudzający przysadkę do wydzielania hormonu luteinizującego). Hormon uwalniający z przysadki LH u ssaków, izolowany z podwzgórza, okazał się dekapeptydem [83, 84], który ostatnio otrzymano na drodze syntezy. Ostatnio doniesiono też o izolacji z podwzgórza ssaków czynnika uwalniającego, specyficznego dla FSH [25].

Oprócz czynników uwalniających, podwzgórze ssaków wytwarza również katecholaminy (adrenalina, dopamina, noradrenalina). Zawiązki te mają przypuszczalnie znaczenie w procesie rozmnażania, albo pobudzają do wydzielania komórki produkujące FSH-RH i LH-RH, albo też bezpośrednio powodują gonadotropową działalność przysadki.

Według Hyyppä [49] u szczura do wydzielania LH i FSH konieczna jest dopamina, a serotonina ma wpływ na owulację i na zachowanie seksualne. Przez analogię można by sądzić, że działalność podwzgórza ryb jest podobna, a opierając się na doświadczeniach Petera [77] wnioskować można, iż obszar NLT u ryb jest miejscem, gdzie czynniki uwalniające i katecholaminy są przede wszystkim wytwarzane.

Wyciąg  z podwzórza karpia pobudza gonadotropową działalność przysadki karpia in vitro [15], a także działalność gonadotropową przysadki tryka (Ovis aries L.) również in vitro. Podobnych wyników należy się spodziewać przy innych badaniach in vivo.

Jak wspomniano, estrogeny produkowane przez jajnik hamują działalność gonadotropową przysadki, zatrzymując wydzielanie odpowiedniego czynnika uwalniającego. Okazało się, że przez zastosowanie odpowiednich środków farmakologicznych można zablokować drogę oddziaływania estrogenów na podwzgórze i zwiększyć przez to gonadotropową działalność przysadki.

Takim środkiem jest Clomiphene (kwaśny cytrynian 2-p-(β-chloro-α-fenylostyrylo-fenoksytrójetyloaminy), od 1961 r. w medycynie używany do wywoływania owulacji u nie owulujących kobiet [57]. Ostatnio za pomocą tego środka wywoływano owulację u złotej rybki (Carassius auratus). Stosowano dawki 1-10 mg na 1 kg ciężaru ciała przez 4 dni. Owulacja następowała u 90% badanych ryb. Otrzymane jaja po zapłodnieniu dały normalny wylęg [76].

WPŁYW CZYNNIKÓW ZEWNĘTRZNYCH NA DOJRZEWANIE PŁCIOWE

 Światło. Przeprowadzono wiele doświadczeń i obserwacji wpływu światła na dojrzewanie płciowe i rozród u ryb, nie wyjaśniono jednak tego zagadnienia tak dobrze jak u ptaków [7]. Przyczyny można się doszukiwać między innymi w tym, że w rozrodzie ryb ważne znaczenie ma szereg innych czynników środowiskowych, a zwłaszcza temperatura [23]. Bardzo trudno jest w naturze oddzielić od siebie wpływ poszczególnych czynników zewnętrznych, który w tym wypadku w znacznej mierze zależy również od aktualnego stanu fizjologicznego organizmu, a szczególnie od stopnia dojrzałości płciowej gonad.

Tym niemniej szereg obserwacji wskazuje, że akt tarła u wielu gatunków zależy od światła. Szczupak trze się podczas jasnych dni [71], przy czym jego gromadzenie się na miejscach tarliskowych związane jest z wydłużaniem się dnia świetlnego [32]. Samogłów i tilapia są aktywne seksualnie głównie w słoneczne dni i każde czasowe zachmurzenie powoduje zahamowanie aktu tarła [14], a dłuższe zachmurzenie może spowodować nawet degenerację gonad u tilapii [41]. W doświadczeniach Baggermana [6] ciernik trzymany w temperaturze 20°C, oświetlony przez 16 godz dziennie, dojrzał w ciągu 50 dni, a oświetlany przez 8 godz dziennie w tej samej temperaturze — nie dojrzał nawet po 8 miesiącach.

Ogólnie, ze względu na sposób oddziaływania światła na dojrzewanie płciowe w warunkach naturalnych, ryby można podzielić na:
(a) trące się przy skracającym się dniu świetlnym (łosoś, troć, pstrąg potokowy, pstrąg źródlany i inne);
(b) trące się przy wydłużającym się dniu świetlnym (szczupak, pstrąg tęczowy, lipień, karp i inne).

Stwierdzono, że przez sztuczne skracanie i wydłużanie dnia świetlnego w odpowiednich porach roku można w dosyć szerokim zakresie przesuwać porę tarła.

Pionierskie prace z tego zakresu przeprowadzili już w 1937 r. Hoover i Hubbard [48] badając pstrąga źródlanego. Autorzy ci wydłużali dzień świetlny począwszy od stycznia o jedną godzinę co tydzień. Gdy dzień świetlny był o 9 godz dłuższy od istniejącego w tym czasie naturalnego dnia świetlnego, rozpoczęto skracanie go o 1 godz co tydzień. Pstrągi wytarły się z końcem lipca, gdy długość dnia świetlnego wynosiła 5 godz (rys. 5).

Wydłużenie dnia świetlnego z końcem lata opóźnia tarło pstrąga źródlanego o kilka tygodni [3, 43]. Doświadczenia nad przesunięciem pory tarła ryb przez zmianę długości dnia świetlnego prowadzono na wielu przedstawicielach rodzajów Salmo, Gasterosteus, Phoxinus, Tilapia, Oryzias, Rhodeus, Enneacanthus, Notropis, Plecoglossus [6, 20, 21, 28, 39, 42 44, 58, 60, 88, 97, 98].

Wpływ długości dnia świetlnego w znacznym stopniu zależy od aktualnego stadium dojrzałości oocytów oraz od długości dnia świetlnego w poprzednim okresie. Na przykład u pstrąga źródlanego krótki dzień przy niskiej temperaturze na wiosnę przyspiesza drugie stadium dojrzałości oocytów, ale hamuje ich rozwój w następnych stadiach dojrzałości.

Rys. 5. Zmiana pory tarła pstrąga źródlanego. 1 — naturalna długość dnia; 2 — regulowana
długość dnia. Gwiazdka I — naturalna pora tarła, gwiazdka II — przesunięta pora tarła
(Hazard i Eddy [43])

Fig. 5. A change of the spawning season season in brook trout. i — natural day length;
2 — controlled length of day. Asterisk I — natural spawning season, Asterisk
II — changed spawning season (Hazard and Eddy [43])

 

U ryb łososiowatych, odbywających tarło w jesieni, krótki dzień świetlny późnym latem może hamować wzrost gonad, jeśli te ryby były na wiosnę i wczesnym latem poddane działaniu krótkiego dnia świetlnego. Krótki dzień świetlny późnym latem może przyspieszać rozwój gonad pod warunkiem, że na wiosnę i wczesnym latem ryby były pod wpływem długiego dnia świetlnego. Przez umiejętne wydłużanie i skracanie dnia świetlnego, można przesuwać porę tarła ryb, które przechodzą co najmniej drugi cykl płciowy.  W podany wyżej sposób nie udało się bowiem przesunąć pory tarła pstrąga źródlanego, osiągającego dojrzałość płciową po raz pierwszy.

Wpływ długotrwałego stałego oświetlenia lub długotrwałej ciemności na dojrzewanie płciowe pstrąga źródlanego badali Poston i Livingston [79]. Autorzy ci stwierdzili, że dojrzewanie płciowe samców tego gatunku było przyspieszane przez stałe oświetlenie i hamowane przez stałą ciemność. Larson [63] obserwując dojrzewanie płciowe pstrąga źródlanego, żyjącego w górskich jeziorach pokrytych lodem i śniegiem do lipca, nie zauważyli przesunięcia pory tarła. Zdaniem Mclnerney i Evans [70] można to tłumaczyć zdolnością reagowania pstrągów nawet na bardzo małe dawki światła. Światło przenikające w minimalnych ilościach przez śnieg i lód do wody wystarczało widocznie do zachowania normalnego cyklu płciowego u pstrąga źródlanego. Badania nad wpływem wieloletniego stałego oświetlenia lub ciemności na pstrąga tęczowego [10], nie wykazały przesunięć pory tarła ani u samców, ani u samic.

Ciekawe obserwacje, związane z dobowym cyklem uwalniania gonadotropin przez przysadkę u pstrąga źródlanego i tęczowego, przeprowadził O’Connor [73]. Stwierdził on, że u pstrąga źródlanego, trzymanego w ciągu doby przez 10 godz. na świetle i przez 14 godz. w ciemności, minimum koncentracji gonadotropin w przysadce występowało zaraz po świcie. U pstrąga tęczowego, trzymanego przez 13-14 godz na świetle i przez 10-11 godz. w ciemności, zaobserwował on minimum zawartości gonadotropin w przysadce między północą a 4 godz rano. W wielu wypadkach trudno jest oddzielić wpływ na dojrzewanie płciowe długiego dnia świetlnego od wpływu temperatury. Według de Vlaminga [23] okres świetlny jest czynnikiem dominującym u łososiowatych i ciernikowatych, okres świetlny i temperatura są jednakowo ważne dla karpiowatych i okoniowatych, a temperatura jest czynnikiem dominującym dla zębokarpi.

 Temperatura. Dojrzewanie płciowe i przebieg tarła ryb wyraźnie zależy od temperatury środowiska. Karp w wodach umiarkowanej strefy klimatycznej dojrzewa w 3 (samce) i 4 (samice) roku życia. Natomiast w stawach w Izraelu karpie obu płci osiągają dojrzałość płciową w wieku 12 miesięcy, przy ciężarze około 100 g, po czym odbywają tarło częściej niż raz w roku. Podobną zależność szybkości osiągania dojrzałości płciowej od temperatury wykazano u wielu innych gatunków ryb, m. in. u tilapii.

Przytoczone przykłady świadczą, że temperatura reguluje nie tylko szybkość dojrzewania płciowego osobników, które po raz pierwszy dochodzą do tarła, ale może także regulować cykl rozwojowy gonad ryb dorosłych. Często przy dojrzewaniu płciowym ważna jest zarówno wysokość temperatury, jak też jej wahania. Doświadczenia przeprowadzone ze strzeblą potokową wykazały, że osobniki trzymane stale w  temperaturze 18°C nie osiągnęły dojrzałości płciowej na wiosnę, osiągnęły ją natomiast osobniki, które w okresie listopad-grudzień poddane zostały dobowym wahaniom temperatur wynoszącym 10°C [56]. Podobne obserwacje przeprowadził Zajcev [106] na szczupaku. Autor ten doszedł do wniosku, że u szczupaka obniżenie się temperatury w fazie dużego wzrostu oocytów jest konieczne do dalszego rozwoju jajników.

W doświadczeniach Ahsana [2] poddano działaniu krótkiego i długiego dnia świetlnego i wysokim temperaturom Covesius plumbeus, w okresie przed- i potarłowym. W grupie ryb w okresie przedtarłowym niska temperatura powodowała zatrzymanie plemników w pęcherzykach i przewodach jąder, natomiast w grupie ryb w okresie potarłowym wywołała powstawanie spermatocydów pierwszego rzędu. Wysoka temperatura pobudzała do cieknięcia samce będące w okresie przedtarłowym i powodowała szybką potarłową regresję jąder, w grupie potarłowej hamowała przebieg wyższych stadiów spermatogenezy. Zdaniem Ahsana [2], w przeciwieństwie do opinii Larsona [63], w jeziorach pokrytych do lipca lodem i śniegiem bodźcem do rozwoju gonad ryb tam żyjących jest wzrost temperatury na wiosnę, a nie wzrost długości dnia świetlnego.

Przytoczone dane świadczą, że o dojrzewaniu gonad decyduje nie tylko suma ciepła, ale także jego rozkład w okresie ich rozwoju. Jednakże mechanizm działania temperatury na dojrzewanie płciowe i przebieg tarła u ryb, nie jest jeszcze dokładnie poznany. Można przypuszczać, że działa ona poprzez podwzgórze, jak np. w wypadku, gdy ryby trą się w okresie obniżania temperatury wody. Pośrednio może ona oddziaływać jako ogólny stymulator tempa przemiany materii. Doświadczenia Loftsa i in. [66], przeprowadzone na Fundulus heteroclitus, pozbawionym przysadki mózgowej wykazały, że wysoka temperatura pobudza podział spermatogonii. Przykład ten świadczy, że temperatura może też bezpośrednio wpływać na gonady z pominięciem podwzgórza i przysadki. Z badań de Vlaminga [23] przeprowadzonych na Hypseleotris galii, wynika, że witellogeneza (odkładanie się żółtka w oocytach) odbywa się wyłącznie pod wpływem temperatury, przy czym niska temperatura hamuje ten proces. Długość dnia świetlnego w tym stadium dojrzałości oocytów nie ma znaczenia.

 Zasolenie. Wiadomo, że niektóre gatunki łososiowatych opuszczają morze i wchodzą do rzek w celu odbycia tarła. Węgorz natomiast w tym samym celu opuszcza rzeki i wchodzi do morza. Wiąże się to przypuszczalnie z szukaniem przez tarlaki wody zabezpieczającej ciśnienie osmotyczne, wymagane przez gamety i rozwijające się zarodki.

Zapłodnienie oraz rozwój zarodków rodzaju Oncorhynchus przebiega normalnie przy zasoleniu do 10‰, natomiast u śledzia (Clupea harengus) i u płastugi (Pleuronectes platessa) proces ten jest zahamowany przy zasoleniu poniżej 25‰  [46, 47]. Kilka przyujściowych gatunków ryb indyjskich wykazuje największą aktywność w okresie monsunów, gdy zasolenie wody obniża się.

Dosyć szeroko zbadano mechanizm hamowania dojrzewania płciowego przez wodę o niskiej zawartości soli u przedstawicieli rodzaju Mugil. Tolerancja Mugil cephalus na zasolenie jest bardzo duża, od 0‰ do 80‰, ale ani Mugil cephalus, ani Mugil capito nie odbywają tarła w słodkiej wodzie. Oocyty Mugil cephalus pozostają w stadium przed odkładaniem się żółtka, a oocyty Mugil capito osiągają średnicę 600 µ, jednak nie owulują [1]. Stwierdzono, że u obu tych gatunków przysadka ryb trzymanych w słonej wodzie zawierała znacznie więcej gonadotropin niż u ryb trzymanych w słodkiej wodzie. U ryb trzymanych w słodkiej wodzie przez kilka lat, obserwowano w przysadce silny rozwój komórek prolaktynowych, podczas gdy komórki gonadotropowe zajmowały bardzo mały obszar, a w podwzgórzu dostrzeżono zmiany degeneracyjne. Blanc-Livni i Abraham [11] przypuszczają, że nadmierny rozwój komórek prolaktynowych (prolaktyna u ryb ma przede wszystkim znaczenie w zatrzymywaniu jonów Na w organizmie) w przysadce i związane z tym wydzielanie prolaktyny wpływa ujemnie na powiązania pomiędzy podwzgórzem, przysadką i gonadami.

Ciśnienie baryczne. Peterson [78] stwierdził korelację pomiędzy obniżeniem się ciśnienia barycznego i wchodzeniem pstrąga tęczowego na miejsce tarliskowe w warunkach doświadczalnych.

ZANIECZYSZCZENIE ŚRODOWISKA

Związki miedzi już w koncentracji 1:1 000 000 000 obniżają znacznie liczbę jaj w czasie tarła Brachydanio rerio [59] i zmniejszają zdolności zapłodnienia plemników Salmo gairdneri. Przy koncentracji 20:1 000 000 000 następuje całkowite zahamowanie przebiegu tarła. Związki kadmu hamują spermatogenezę i syntezę androgenu u pstrąga źródlanego [82].

 Chów Salmo clarki przez okres 1 roku w roztworze 0,01 mg/l endrinu (jest to pestycyd) powoduje formowanie się nietypowych oocytów w jajniku [30]. Jaja i wyląg Salmo gairdneri karmionego subletalnymi dawkami DDT wykazywały zwiększoną śmiertelność [67].

Istnieje stosunkowo dużo danych o wpływie promieniowania na dojrzewanie płciowe ryb. Naświetlenie zapłodnionej ikry Oncorhynchus tschawytscha dawką 10 R/dzień przez okres 80 dni powodowało później zahamowanie rozwoju gonad u u smoltów. Rozwój jajników pstrąga tęczowego został zahamowany przez naświetlanie promieniami X (100 R) [62], przez 3 miesiące przed tarłem dawką 50 R powodowało obumarcie jaj po tarle [36].

LITERATURA

1. Abraham M., N. Blanc, A. Yashouv, 1966. Oogenesis in five species of grey mullets (Teleostei, Mugilidae) from natural and land locked habitats. Israel J. Zool., 15: 155-172.
2. Ahsan S. N., 1966. Effects of temperature and light  on the cyclical changes in the spermatogenetic activity of the lake chub, Conesius plumbeus (Agassiz). Can. J.  Zool. 44: 161-171.
3. Allison L. N., 1951. Delay of spawning in eastern brook trout by means of artificially prolonged light intervals. Progr. Fish-Cult. 13, 3, 111-116.
4. Aronson L. R., 1951. Factors influencing the spawning frequency in the female cichlid fish Tilapia macrocephala. Am. Museum Novitales, 1484.
5. Arvy L., Fontaine M., Gabe M., 1959. La voie neurosecrétrice hypothalamo-hypophysaire des Téleostéens. J. Physiol. 51, 6, 1031-1085.
6. Baggerman B., 1957. An experimental study on the timing of breeding and migration in the three-spined stickleback (Gasterosteus aculeatus L.) Arch. Neér. Zool. 12/2; 105-317.
7. Baggerman B., 1972. Photoperiodic responses in the stickleback and their control by a daily rhythm of photosensitivity. Gen. Comp. Endocrinol. Supp., 3: 466-476.
8. Bali J. N., 1960. Reproduction in female bony fishes. Symp. Zool. Soc. London 1, 105-135.
9. Barannikova I. A., 1964. W książce: Nejrosekretornye elementy i ih značenie v organizme. 95-110, Moskva-Leningrad.
10. Bieniarz K., 1972. Wpływ światła i ciemności na niektóre cechy fizjologiczne i morfologiczne Troci (Salmo trutta L.), Pstrąga Potokowego (Salmo trutta m. fario L.) i Pstrąga Tęczowego (Salmo irideus Gibbons). Zesz. nauk. WSR Kraków 22: 5-125.
11. Blanc-Livni N., Abraham M., 1970. The influence of environmental salinity on the prolactin and gonadotropin-secreting regions in pituitary of Mugil (Teleostei). Gen. Comp. Endocrinol., 14: 184-197.
12. Böetius I., Böetius J., 1967. Studies in the European eel, Anguilla anguilla (L.). Experimental induction of the male sexual cycle, its relation to temperature and other factors. Meddelelser fra Danmarks Fiskerei-og. Havundersøgelser, 4/11: 339-405.
13. Brambell F. W. R., 1956. Ovarian changes. In „Marshall’s Physiology of Reproduction”. (A. S. Parkes, ed.) 3rd ed., Vol. 1, Part 1, pp 397-542. Longmans, Green, New York.
14. Breder C. M., 1936. The reproductive habits of the North American sunfishes (family Centrarchidae) Zoologica 21, 1.
15. Breton B., et al., 1971. Dosage radioimmunologique d’une hormone gonadotrope de Carpe.  Compt. Rend. Acad. Sci. Paris, 272: 1515-1517.
16. Burzawa-Gerard E., 1969, Quelques propriétés des hormones gonadotropes des poissons comparées a celles des mammiféres. Colloques internationaux du C.N.R.S., 177: 351-356.
17. Burzawa-Gerard E., 1971. Purification d une hormone gonadotrope hypophysaire de poisson téléostéen la carpe (Cyprinus carpio L.) Biochimie, 53: 545-552.
18. Busson-Mabillot S., 1967. Structure ovarienne chez la Lamproie de Planer adulte Lampetra planeri (Bloch). Arch. Zool. Exptl. Gen. 108, 413-446.
19. Collenot G., Ozon R., 1964. Mises en evidence biochemique et histochemique d’une  Δ 5-3 (β-hydroxystéroide déhydrogenase dans le testicule de Scyliorhinus canicula L. Bull. Soc. Zool. France 89, 577-587.
20. Corson B. W., 1955. Four years progeess in the use of artificially controlled light to induce early spawning of brok trout. Prog. Fish-Cult.
17, 99-102.
21. Cridland C. C, 1962. Laboratory experiments on the growth of Tilapia zilll in aquaria. Hydrobiologia (Den Haag). 20, 155-166.
22. Da Lage C, 1954. Innervation neurosécrétoire de l’adénohypophyse chez l’hippocampe. C. R. Ass. Anat. 41, 1-7.
23. de Vlaming V. L., 1972. The role of endocrine system in temperature-controlle reproductive cycling in the estuarine gobiid fish, Gillichthys mirabilis. Comp. Biochem. Physiol. 41: 697-713.
24. Dishkov A., 1970. Induced breeding. FAO Aquacult. Bull., 3/l/:3.
25. Donaldson E. M., 1973. Physiological  and Physicochemical Factors Associated with Maturation and Spawning. Fisheries Res. Board of Canada Vancouver Laboratory, Vancouver 8, British Columbia, Canada, EIFAC Workshop on Controlled Reproduction of Cultivated Fishes 21-25 May, 1973.
26. Donaldson E. M., Shehadeh Z. H., 1972. Effect of salmon gonadotropin on ovarian and testicular development in immature grey mullet Mugil cephalus, p. 71-86. In the Grey Mullet. Induced breeding and larval rearing. Report No. 01-72-76-1, Oceanie Institute, Waimanalo, Hawaii.
27. Donaldson E. M., Yamazaki F., 1968. Preparation of gonadotropin hormone from salmon pituitary glands. Annual Conference Chemical Institute of Canada, 51:64.
28. Egami N., 1954. Effect of photoperiodicity of time oviposition in the fish Oryzias latipes. Annot. Zool. Japan. 27, 57.
29. Egami N., 1959. Preliminary note on the induction of the spawning reflex and oviposition in Oryzias latipes by the administration of neurohypophysial substances. Annotationes Zool. Japan. 32, 13-17.
30. Eller L. L., 1971. Histopathologic lesions in cut-throat trout (Salmo clarki) Exposed chronically to the insecticide Endrin. Am. J. Pathol. 64 : 321-336.
31. Etienne N., 1959. Influence de la maturation sexuelle provoquee surl’activité thyroidienne de l’anguille européenne, Anguilla anguilla L., C. R. Soc. Biol. Paris. 164 (1): 41-4.
32. Fabricius E., 1950. Heteregenea sis stimulus summation in the release of spawning activities in fish. Inst. Freshwater Research Drottningholm Rept. 31, 57.
33. Follenius E., 1965. Bases structurales et ultrastructurales des corrélations diencéphalo-hypophysaires chez les Sèlaciens et les Téléostéens. Arch. Anat. mier. Morph. exp. 54: 195-216.
34. Follenius E., 1965. Bases structurales et ultrastructurales des corrélations hypothalamo-hypophysaires chez quelques especes de Poissons Téléostéens. Am. Sci. Nat. Zool. 7: 1-150.
35. Fontaine Y. A., Gerard E., 1963. Purification d’un Teleosteen, la carpe (Cyprinus carpio). Compt. Reod. Acad. Sci. Paris. 256: 5634-5637.
36. Foster R. F., et al., 1949. The effects on embryos and young of rainbow trout from exposing parent fish to x-rays. Growth, 13: 119-142.
37. Funk J. D., Donaldson E. M., 1972. Induction of precocious sexual maturity in male pink salmon (Oncorhynchus gorbuscha). Can. J. Zool., 50: 1413-1419.
38. Funk J. D., Donaldson E. M., Dye H. M., 1973. Induction of precocious sexual maturity in female pink salmon (Oncorhynchus gorbuscha) Can. J. Zool, 51: in press.
39. Goryczko K., 1972. A change of spawning season in Rainbow Trout (Salmo gairdneri Richardson). Rocz. Nauk roi. H-94-1: 57-68.
40. Grodziński Z., 1961. Anatomia i Embriologia Ryb. PWRiL, W-wa.
41. Guillemin R., Rosenberg B., 1955. Humorae hypothalamic control of anterior pituitary: a study with combined tissue cultures. Endocrinology 57, 599-607.
42. Harrington R. W., 1950. Preseasonal breeding by the bridled shiper Notropis bifrenatus induced under light temperature control. Copeia, 4, 304-311.
43. Hazard T. P., Eddy A. E., 1951. Modification of the sexual cycle in brook trout (Salvelinus fontinalis L.) by control of light. Trans. Araer. Fish. Soc. 80, 158-162.
44. Henderson N. E., 1963. Influence of light and temperature on the reproductive cycle of the eastern brook trout. (Salvelinus fontinalis L.) Mich J. Fish. Res. Bd. Can. 20, 4, 858-897.
45. Hoar W. S., 1955. Reproduction in teleost fish. Mem. Soc. Endocrinol. 4, 5-24.
46. Holliday F. G. T., 1969. The effect of salinity on the eggs and larvae of teleosts, p. 293-311. In Hoar W. S., and Randall D. J., Editors Sish physiology, Vol. 1. New York, Academic Press, 465 p.
47. Holliday F. G. T., Blaxter J. H. S., 1960. The effects of salinity on the developing eggs and larvae of the herring (Clupea harengus). J. Marine Biol. Assoc. U. K., 29: 591-603.
48. Hoover E. E., Hubbard M. F., 1937. Modification of the sexual cycle trout by control of light. Copeia 4, 206-210.
49. Hyyppä M., Rime U. K., 1971. Hypothalamic Monoamines after the Neonatal androgenization, castration  or reserpine treatment of the
rat. Acta Endocrinologia 66: 317-324.
50. Ishida R., Hirose K., and Donaldson E. M., 1972. Induction of ovulation in Ayu, Plecoglossus altivelis with salmon pituitary gonadotropin. Bull. Japan Soc. Sci. Fish., 38: 1007-1012.
51. Ishii S., 1963. Some factors involved in the delivery of the young in the topminnow, Gambusia affinis. J. Fac, Univ. Tokyo Sect. IV 10, 181-187.
52. Jasiński A., 1969. Neurosekrecja podwzgórza u ryb. Kosmos A. 6. 607-627.
53. Jasiński A., 1973. Fine structure of the anterior neurohypophysis of the pond-loach. Misgurius fossilis L., with reference to the neurosecretory innervation of nitriusic cells of the pars distalis. Acta Anatomica.
54. Jasiński A., 1973. Electron microscopic study of the pars distalis of the hypophysis in the pond loach, Misgurnus fossilis L. Acta Anatomica.
55. Jasiński A., Kilarski W., 1970. Fine structure of Pars Neuro-Intermedia of the Loach, Misgurnus fossilis L. Z. Zellforsch. 105, 259-275.
56. Joff S. A., 1958. Wlijanie temperatury na polowoj cykl u galowianki. Doklady A. N. SSSR Tom 118, 3 : 621-624.
57. Jones G. S., 1968. Induction of ovulation. Ann. Rev. Medicine, 19: 351-372.
58. Kazański B. N., 1952. Eksperymentalnyj analiz porcionnogo inkrometanija ryb. Zool. Żur. 31, 6, 883-896.
59. Kihlström J. E., Lundberg C, Hulth L., 1971. Number of eggs and young produced by Zebra fishes (Brachydanio rerio, Ham.- Buch.) Spawning in water containing smali amounts of phenylmercuric acetate. Environmental Res., 4: 355-359.
60. O. R., 1952. Early spawning of brown trout by light control. W książce: The physiology of pituitary gland of fishes. N. York Zoological Society.
61. Kirshenblat I. D., 1952. The action of steroid hormones, on female Vy’un. Doki. Akad. Nauk. USSR, 83: 629-32.
62. Kobayashi S., Mogami M., 1958. Effects of x-irradiation upon rainbow trout (Salmo irideus). III. Ovary growth in the stages of fry and fingerling. Buli. Fac. Fish. Hokkaido Univ. 9: 89-94.
63. Larson G. L., 1972. Gonad maturation of brook trout (Salvelinus fontinalis) in a high mountain lake under a modified photoperiod. J. Fish. Res. Bd. Canada. 29: 1209-1211.
64. Lederis K., 1964, Fine structure and hormone content of the hypothalamo-neurohypophysial system of the rainbow trout (Salmo irideus)
exposed to sea water Gen. Comp. Endocr. 4, 638-661.
65. Liley N. R., Donaldson E. M., 1969. The effect of salmon gonadotropin on the ovary and the sexual behaviour of the female guppy, Poecilia reticulata Can. J. Zool., 47: 569-573.
66. Lofts B., Pickford G. E., Atz J. W., 1968. The effects of low temperaturę and cortisol on testicular regression in the hypophysectomized
cyprinidont fish. Fundulus heteroclitus. Biol. Bull., 134: 74-86.
67. Macek K. J., 1968. Reproduction in brook trout (Salvelinus fontinalis) sublethal concentrations of DDT. J. Fish. Res. Bd. Canada, 25-1787-1796.
68. Maetz J., 1963. Physiological aspects of neurohypophysial function in fishes with some reference to the amphibia. Symp. Zool. Soc. 9, 107-140.
69. Marshal A. J., 1960. Reproduction in małe bony fish. Symp. Zool. Soc. London 1, 137-151.
70. Mclnerney J. E., Evans D. O., 1969. Action spectrum of the photoperiod mechanism controlling sexual maturation in the threespine stickleback, Gasterosteus aculeatus. J. Fish. Res. Bd. Canada, 27: 749-763.
71. McNamara F., 1937. Breeding and food habits of the pikes Esox lucius and Esox vermiculatus. Trans. Am. Fisheries Soc. 67, 3, 372.
72. Mieszkowska A., Jasiński A., 1973. Secretory activity of nucleus preopticus of the goldfish (Carassius  auratus gibelio Bloch) in the annual cycle. Bulletin de l’Academie Polonaise des Sciences, Seria biol. 5/73.
73. O’Connor J. M., 1972. Pituitary gonadotropin release patterns in pre-spawning brook trout, Salvelinus fontinalis, rainbow trout, Salmo gairdneri and leopard frogs, Rana pipiens. Comp. Biochem. Physiol., 43 A: 739-746.
74. Olivereau M., 1961. Maturation sexuelle de l’anguille male en eau douce. C. R. Acad. Sci. Paris, 252(23): 3660-2.
75. Öztan N., 1966. The structure of the hypothalamic neurosecretory cells of Zoarces viviparus L. under the conditions of of constant dark and light during the reproductive cycle. Z. Zellforsch. 75, 66-82.
76. Pandey S., Hoar W. S., 1972. Induction of ovulation in goldfish by clomiphene citrate. Can. J. Zool., 50: 1679-1680.
77. Peter R. E., 1970. Hypothalamic control of thyroid gland activity and gonadal activity in the goldfish. Gen. Comp. Endocrinol. 14: 334-356.
78. Peterson D. A., 1972. Barometric pressure and its effect on spawning activities of rainbow trout. Prog. Fish.-Cult. 34: 110-112.
79. Poston H. A., Livingston D. L., 1969. The effect of continuous darkness and continuous light on the functional sexual maturity of brook trout during their second reproductive cycle. Cortland (New York) Harchery Report, 38: 25-29.
80. Saffran M., Schally A. V., 1955. The release of of corticotrophin by anterior pituitary tissues in vivo. Can. J. Biochem. Physiol. 33, 408-415.
81. Sakun O. F., Buckaja N. A., 1963. Opredelenie stadij zrełosti i izucenie polovyh ciklov ryb. Znanie. Moskwa.
82. Sangalang G. B., 0’Halloran M. J., 1972.  Cadmium-induced testicular injury and alterations of androgen synthesis in Brook trout. Nature, 240: 470-471.
83. Schally A. V., Kastin A. J., 1972. Gonadotropin releasing hormone-one polypeptice regulates scretion of luteinizing hormone and follicle stimulating hormone. Science, 173: 1036-1038.
84. Schally A. V., Kastin A. J., 1972. Hypothalamic releasing and inhibiting hormones. Gen. Comp. Endocrinol. Suppl., 3: 76-85.
85. Shehadeh Z. H., 1973. Induced Breeding Techniąues. A Review of Progress and Problems. EIFAC Workshop on Controlled Reproduction of Cultivated Fishes, 21-25 May 1973, Hamburg, Federal Republic of Germany.
86. Shehadeh Z. H , Kuo C. M., 1972. Induced spawning of grey mullet (Mugil cephalus L.) with fractionated salmon pituitary extract p. 99-122. In the Grey Mullet, Induced breeding and larval rearing. Report No. 01-72-76-1, Oceanie Institute, Vaimanalo, Hawaii.
87. Shehadeh Z. H., Madden, Dohl T. P., 1972. The effects of exogenous hormone treatment on spermiation, vitellogenesis and ovulation in the grey mullet, Mugil cephalus L., p. 47-70. In the Grey Mullet, Induced breeding and larval rearing. Report No. 01-72-76-1, Oceanie Institute, Waimanalo, Hawaii.
88. Shiraishi Y., 1965. The influence of photoperiodicity on the maturation of ayu-fish. Plecoglossus altivelis. Buli. Fresh. Fish. Res. Lab. 15, 1, 69-98.
89. Simpson T. H., Wardle C. S., 1967. A seasonal cycle in the testis of the spurdog, Squalus acanthias and the sites  of 3 B-hydroxysteroid
dehydrogenase activity. J. Marine Biol. Assoc. U.K. 47, 699-708.
90. Simpson T. H., Wright R. S., Hunt S. V., 1964. Steroid biosynthesis in the testis of dogfish (Squalus acanthias). J. Endocrinol. 31, 29-38.
91. Sneed K. E., Clemens H. P., 1959. The use of human chorionic gonadotropin to spawn warm-water fishes. Progr. Fish. Cult., 21/3/: 117-20.
92. Stahl A., Leray C, 1962. The relationship between diencephalic neuroseeretion and the adenohypophysis in teleost fishes. Mem. Soc. Endocrinol. 12, 149-164.
93. Sundararaj B. I., Anand T. C, 1972. Effects of piscine and mammalian gonadotropins on gametogenesis in the catfish, Heteropneustes fossilis. (Bloch). Gen. Comp. Endocrinol. Supp. 3: 688-702.
94. Sundararaj B. I., Anand T. C, Donaldson E. M., 1972. Effects of partially purified salmon pituitary gonadotropin on ovarian maintenance,
ovulation and vitellogenesis in hypophysectomized catfish, Heteropneustes fossilis (Bloch). Gen. Comp. Endocrinol., 18: 102-114.
95. Szabo S., Molnar B., 1965. Experimental investigations on neurosecretion in mudfish (Misgurnus fossilis L.). Acta Biol. Hung. 15, 4, 383-392.
96. Tamura E., Honma Y., 1969. Histological changes in the orgąns and tissues of the Gobioid Fishes throughout the life span I. Hypothalamo-hypophysial neurosecretory system of the Icegoby. Leucopsarion petermi Hilgendorf. Bull. Jap. Soc. Scientific Fish. 35, 9.
97. Vanden-Eekhoundt J. P., 1947. Recherches sur l’influence de la lumiére sur le cycle sexuel de l’epinoche, Gasterosteus aculeatus. Ann. Soc. Roy. Zool. Belg., 77, 83-89.
98. Verhoven B., Oordt van G. J., 1955. The influence of light ąnd temperature on the sexual cycle of the bitterling Rhodeus amarus. Proc. Akad. Sci. Amsterdam. C. 58, 628-634.
99. Vojtkevič A. A., 1967. Nejrosekrecija. Leningrad.
100. Wilson N., Smith M., 1969. Isolation and amino acid sequence of neurohypophysial hormones of pacific chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha). Gen. Compar. Endocr. 13, 412-424.
101. Yamamoto K., Yamazaki F., 1967. Hormonal control of ovulation and spermiation in goldfish. Gunma Symposium on Endocrinology, 4: 131-45.
102. Yamazaki F., 1965. Endocrinological studies on the reproduction of the female goldfish, Carassius auratus L., with special reference to the function of the pituitary gland. Mem. Fac. Fish. Hokkaido Univ., 13/1/: 1-64.
103. Yamazaki F., Donaldson E. M., 1968. The spermiation of goldfish (Carassius auratus) as a bioassay for salmon (Oncorhynchus tshawytscha) gonadotropin. Gen. Comp. Endocrinol. 10: 383-391
104. Yamazaki F., Donaldson E. M., 1968. The effects of partially purified salmon pituitary gonadotropin on spermatogenesis, vitellogenesis and ovulation in hypophysectomized goldfish, (Carassius auratus). Gen. Comp. Endocrinol. 11: 292-299.
105. Yamazaki, F. and Donaldson, E.M., 1968. Involvement of gonadotropin and steroid hormones in the spermiation of the goldfish (Carassius auratus). Gen. Comp. Endocrinol., 12: 491-497.
106.  Zajcev A. V., 1956. Godičnyj cikl jaičnikov ščuki. [The annual ovarial cycle in the pike]. Doklady A. N. SSSR, 106(6): 1115-1117.

Кжиштоф Беняж, Кароль Опушиньски

ПОЛОВОЕ СОЗРЕВАНИЕ РЫБ (СИНТЕЗ МИРОВОЙ ЛИТЕРАТУРЫ)

Резюме

Для разработки и применения эффективных методов контролируемого размножения рыб необходимо знание эндокринологических факторов и факторов внешней среды воздействующих на процесс половго созревания. Созревание является результатом взаимодействия мозга, гипофиза и гонад. В работе рассмотрено строене и развитие гонад, особое внимание обращено на стадии их развития и длительнсть отдельных стадий в годичном цикле у разных видов рыб (рис. 1 и 2). Приведена характеристика гормонов, вырабатываемых в гонадах и их значения в процессе развития.

Гипофиз рыб весьма разнообразен по своему строению. У рыб, в отличие от млекопитающих, его задняя лопасть (neurohypophysis) oбpaзyeт pяд paзвeтвлeний внeдpяющиxcя в промежуточный oтдeл (pars intermedia) (рис. 3). Гипофиз выдeляeт гонадотропныe гормоны, сотоящиe почти исключитeльно из гормона, дeйствие которго сходно с LH (luteinizing hormone) и из нeзначитeльного количeства гормона сходного своeму дeйствия с FSH (follicle-stimulating hormone). Присуствие рослeдного у рыб eщe на доказано окончатeльно.

Разныe видб рыб по-разному рeагируют на иньeкции гонадотропных гормонов млекопитающих. LH млекопитающих у многих видб рыб (напр. из сeм. окунeвых) вызываeт как гаметогенетическую редукцию, так всeх рыб случаях отрицатeльную редукцию. Химически чистый гонадотропин лососeвых рыб (salmon gonadotropin SG — G 100) дает положитeльную редукцию у ряда видов.

Функция гипофиза регулируется при участии hypothalamus а прежде всего его nucleus praeopticus и nucleus lateralis tuberis. У Elasmobranchii и Dipnoi действие hypothalamus на гипофиз осуществляется посредством гипофизарной воротной системы. У Teleostei путем непосредственного соединения (рис. 4).

В nucleus praeopticus вырабатывается невросекрет, который является носителем вазотоцина и изотоцина. Вазотоцин управляет метаболизмом воды и минеральных солей, а изотоцин снижает кровяное давление и вызывает сокращение гладких мышц. Nucleus lateralis tuberis существенным образом влияет на гонадотропную функцию гипофиза.

Россмотрено влияние на половое созревание света (рис. 5), температуры, солености и атмосферогоого давлеогоия, а также загрязнения среды.

(Перевод Г. Ролик)

 

 Bieniarz and Karol Opuszyński

 SEXUAL MATURATION IN FISH (REVIEW OF WORLD LITERATURE)

S u m m a r y

In order to elaborate and apply efficiently the methods of controlled reproduction in fish it is necessary to know the effect of endocrinological and environmental factors upon the maturation which is the result of interaction of brain, pituitary gland and gonads.

The structure and development of gonads were discussed and peculiar attention was paid to consecutive stages of maturity  and the duration of them in annual cycle in various fish species (Fig. 1 and 2). It was described the hormones produced by gonads and the role they play in reproduction.

The pituitary gland is highly differentiated with regard to its structure, and its neurohypophysis, contrary to that in mammals, forms several ramifications which are in a close contact with pars intermedia (Fig. 3). The pituitary gland produces gonadotrophic hormones that consist almost entirely of a hormone similar in action to the luteinizing hormone (LH), and of a smali quantity of a hormone similar in action to the follicle-stimulating hormone (FSH). However, the latter has not been proved for sure to te present in fish.

Individual fish species were found to respond variously to the injection of mammal gonadotrophic hormones. In many species, e.g. in the percids, the mammal luteinizing hormone was found to produce both gametogenetic and steridogenetic reactions.

The mammal FSH on the other hand was found to produce in fish negative results. Purified salmon gonadotropin SG-G 100 was found to produce positive reaction in several fish species.

The pituitary gland functions under the influence of hypothalamus, and primarily of nucleus praeopticus and nucleus lateralis tuberis. In Elasmobranchii and Dipnoi the effect of hypothalamus upon the pituitary gland proceeds by the hypophyseal portal system. In Teleostei the effect of hypothalamus upon the pituitary gland proceeds by direct connection (Fig. 4).

The nucleus preopticus produces a neurosecretion which is the carrier of vasotocin and isotocin. The vasotocin controls the metabolism of water and mineral salts while the isotocin lowers the blood pressure and induces the constriction of smooth muscles. The nucleus lateralis tuberis is significant in gonadotrophic function of the pituitary gland. It was discussed the effect of light (Fig. 5), temperature, salinity and barometric pressure, as well as of the environment pollution upon the maturation of fish.

(Translated by T. Gronkiewicz)

Wpłynęło do Komitetu Redakcyjnego dnia 20 lipca 1973 r.

2013/04/11 | Supplementum

Suplement XLVI

Animal Kingdom. Volume 60, Issue 4, pp. 151-154
Publisher – New York Zoological Society, 1957

 

The Drifting Leaf that Is a Fish

From Eigenmann & Allen, Biological Bulletin, Vol. 41, No. 5, 1921. Drawing by W. S. Atkinson. 2 1/2 x life-sized.

 

By MYRON GORDON

 

When William R. Allen, an ichthyologist of the University of Kentucky, was collecting fishes in the Amazon in 1920 for a scientific survey of the South American fishes which he and Carl H. Eigenmann of Indiana University were making, he was told of a strange fish that lived a seemingly drifting life in the sluggish waters of Peruvian jungles. The savages, Allen said, called the fish Pira-caa, which means „a small fish that looks like a leaf,” or in short, a leaffish.

Allen was also told that, although the strange fish was a voracious predator and capable of catching and eating other fish its own size,  it appeared to be as innocuous as a waterlogged leaf.

Allen’s Indians poisoned a stream and the ichthyologist later wrote about it in „A Leaf-mimicking Fish” in the Biological Bulletin in 1921.

„In order to know if there was sufficient current to carry the poison to every part of the pool, I began tossing broken twigs on the water to observe their course with the current. One such twig had reached a standstill, when directly beneath it I saw what was apparently a dead leaf being wafted past the twig. I couldn’t understand why the twig was not moving too. At about that moment the leaf moved out into a path of sunlight, and toward the surface. There the resemblance to a fish became apparent, especially to one in search of the same.”

Allen was not the first to discover the leaffish in South America. Back in 1840 Ernst Heckel, the famous German zoologist, gave it its generic name Monocirrhus after studying some Amazonian specimens sent to him from the Rios Negro and Cupai. Sporadically some live leaffish were sent to German aquarists in the early part of 1900, probably from the Essequibo River of British Guiana. They certainly live there because George S. Myers of Stanford University said that he caught some there during the second World War.

After 1921, importations of the leaffish for aquarium use became more frequent but they did not cause any unusual excitement until Wm. T. Innes in 1933 publicized them by printing two remarkable pictures in his then new magazine, The Aquarium. These pictures firmly established the leaffish as one of the attractive novelties in the aquarium world, especially for those aquarists who had or could raise a superabundance of guppies to feed them.

In an aquarium the thin, flat Monocirrhus carries on its usual imitation of things that are plantlike; the fish’s coloring and black markings add to its success in the art of camouflage. If at any particular moment its body coloring does not match its  match its surroundings the leaffish, like a quick- change actor on the stage, can alter its appearance to suit an appropriate scene. If an aquarium plant is greenish-brown, the fish will become greenish-brown too. Several inquisitive aquarists have tested the limits of the fish’s ability to mimic its surroundings. When they placed in the aquarium a long-dead, water-logged leaf blotched by the decomposing action of fungi and bacteria, the leaffish soon matched every aspect of it, blotches and all.

The Leaffish at the upper right has its mouth almost closed, in the normal water-breathing position. But it can be opened enormously to form a membranous tunnel, as in the other fish. Photograph by William T, Innei Here a leaffish is guarding and aerating the eggs, which may be seen on the under side of the horizontal leaf. Vibration of the fish’s small pectoral fin creates a slow-moving current of water.

 The leaffish’s scientific name Monocirrhus refers to this single, fleshy, tendril-like goatee. When the time for mating comes along, it is the male leaffish that selects and prepares the spawning site. It may choose the underside of a large aquatic plant, such as a Cryptocoryne or a broad-leafed Echinodorus, a slab of slate or a flower pot. Lacking all of these conveniences one leaffish chose a vertical angle formed at the corner of the aquarium. By some subtle body movements the male courts the female and induces it to come to his side. Together they engage in a sort of prespawning dance in which their bodies shimmy rhythmically and their coordinated vibrations are punctuated by tail waggings and slappings. At the peak of their mutually stimulating contacts the pair turn upside down, the female oviposits one egg at a time — each egg, being adhesive, is firmly secured to the under surface of a plant or of a suitable artifact — and the ova are immediately fertilized by the male. About a hundred eggs are expelled, and each fertilized egg is clear, spherical and about one millimeter in diameter. When spawning is over in an aquarium the female, seemingly by prearrangement, retires to a neutral corner. If the pair had spawned in their natural water, she would probably wander off. In the early days some aquarists thought that the female rather than the male cared for the eggs, but the error has been attributed to the difficulty of sexing the fish accurately, at least until the time of their spawning. The male leaffish usually takes on the job of guarding the spawning areas and aerating the developing eggs; this he does by placing his flat body, tail up, head down, as close to the spawn as possible and then by rapidly vibrating his small pectoral fin. This creates an effective current of water that passes over the eggs. Intruders entering the spawning area are driven away by a threatening display which is unexpectedly vigorous in a fish whose movements are usually quite slow and rather deliberate. At a water temperature of 78° F. the eggs are likely to hatch in two or three days — but hatching does not immediately give the fry complete freedom, for they are tied to their nesting site by almost invisible threads. Perhaps this simple but effective device has evolved as an advantageous structure to prevent the helpless fry from sinking into the suffocating mud. It certainly facilitates their father’s job in guarding them at one central spot against their many enemies. The system is not fool-proof. Sometimes in the course of his duties the male may accidentally get his body so close to the spawn that he buffets his tethered young offspring free of their moorings. This  does no harm to the detached fry when they are in a clean-bottomed aquarium and in a few days all are capable of moving about under their own power. The young fish soon learn to swim about in that lazy drifting manner of their parents, stopping dead still from time to time, waiting,  watching, for the approach of a tiny crustacean such as a daphnia or newly hatched brine shrimp nauplii.

When they reach half an inch, the blunt-headed leaffish will stalk and capture baby guppies. Part of the young leaffish’s body is dark and part is translucent, giving the fish at this early age the great advantage of camouflage.

To the naked eye each fish seems ragged, like a bit of a torn leaf, but parts of their fins are really not torn at all but merely transparent. It is quite difficult to spot the leaffish when they are against a background of floating and submerged broken vegetation because in addition to their imitative, leaflike outlines, their bodies are finely dusted with white dots which add to their protective coloration.

 

These two Leaffish babies were photographed under a microscope soon after hatching.
Large dark spots on the head are developing eyes.

While the small leaffish eat all sorts of smaller aquatic game in the form of worms and crustaceans, the mature fish are generally piscivorous. In nature they hunt and capture live fish, but the aquarist Don L. Jacobs trained them to eat dead ones. First he held small live fish in front of the young „leafers” with his fingers; then he hand-fed them on freshly killed fish. Later, he substituted and taught them to take frozen fish (after, of course, these were well thawed out and reached the temperature of the aquarium water). This ingenious aquarist found frozen Dixie mosquito-fish a most convenient food for leafers and other fish like them. Jacobs could always get a good supply of these Gambusia in the quiet waterways in Georgia, and would deep freeze them until wanted.

Wm. T. Innes obtained his first leaffish in 1933 and he immediately set about photographing them. He was about to trigger the shutter of his camera when one of the leaffish opened its mouth and „yawned a mile long.” He snapped it and got a remarkable picture. Its mouth seemed to unfold deep from within itself and, when fully opened, it formed an enormous membranous oval tunnel.  It seemed unbelievable that all this large and intricate apparatus, consisting of multiple membranes and bony supports, could have been so beautifully collapsed and completely hidden from view. When at rest its mouth was as neatly folded as a closed umbrella. The purpose of the leaffish’s cavernous mouth seemed inexplicable to Innes. He guessed that the fish used it, when in a vertical position, to dig for living food in the bottom mud of the water by-ways of Brazil’s Rio Negro.

But later Jacobs watched the trigger action of its mouth when the leaffish was about to swallow an unsuspecting member of its community. The sudden opening of its enormous tubular mouth, he said, created a vacuum within its gullet, so strong that a fish an inch away and seemingly safe was instantly and violently sucked into its wide, gaping mouth. All this was done without noticeable body movement on the part of the leaffish.

C. W. Coates, Director of the New York Aquarium, often has had occasion to warn aquarists that the leaffish is not a community fish. It will swallow several large guppies without effort and eat a two-inch swordtail with possibly a trifle more zest. On one occasion Don Jacobs fed his Monocirrhus on more live top-minnows than the leafers could take at one helping. They gorged themselves within a few minutes, right up to the limit of their short gastrointestinal system. The small fish swam about with impunity, but the animated plant-like fish could not swallow another victim. Later, when the effects of gluttony wore off, the smaller fish became quite wary and were difficult to approach; some of the Gambusia swam close to the surface where the leaffish in their stilted and inverted position could not easily follow. This stalemate did not last long. One hungry leafer, Jacobs noticed, drifted to the surface, twisted its flat body to parallel that of the surface of the of the water and then, when it was floating half in and half out of the water, it moved imperceptibly toward its victim, keeping its mouth below the water. Suddenly its gaping mouth flew open and vacuumed a Gambusia into its gullet.

Separated by the wide Atlantic Ocean, the American leaffish has an old zoological family relative in Africa.. In a way, the American Monocirrhus and the African Polycentropis look somewhat alike and have the same general breeding habits. It is one of the mysteries of nature how these two leaffishes got separated by miles of sea. Zoologists, through their studv of comparative anatomy, have found additional members of the Family Nantidae to which these two leaffishes belong. And the mystery deepens because the other species, though few in number, live in India, Asia and some of the East Indian islands. The peculiar geographical distribution of the Nandidae has been used by some naturalists as one of their strongest arguments for the theory of the drifting apart of the continents during the geological history of the world.

Links:

http://archive.org/stream/annalendeswiener21840wien#page/438/mode/2up

http://www.jstor.org/stable/1536530?seq=1

http://archive.org/stream/archivosdomuseun17muse#page/n595/mode/2up

 

 

 

2013/04/04 | Supplementum

Suplement XLV

Ichthyologica: The Aquarium Journal, Volume 39(2): 57-70
Author, San Francisco Aquarium Society.
Publisher, T.F.H. Publications, 1967.

April-June 1967

THE FUNCTIONAL SIGNIFICANCE OF THE SPLIT-HEAD
COLOR PATTERN AS EXEMPLIFIED IN A LEAF FISH,
POLYCENTRUS SCHOMBURGKII

 George W. Barlow

Department of Zoology
and
Museum of Vertebrate Zoology
University of California
Berkeley, California

It is the habit of illustrators of fishes to present their subjects as seen from the side. This is reasonable because fishes, being typically  compressed, are most distinctive viewed in that way. Yet many fishes have markings on their heads that can only be appreciated in an adaptive context when seen from the front. Baerends and Baerends-van Roon (1950) created some awareness of this when they studied the hostile displays of cichlid fishes. They illustrated (p. 43, fig. 14) the frontal displays of certain species as they would be seen by their opponents, facing with the opercles extended; then the significance of the opercular flaps as large pseudo-eyes was fully appreciated. In a similar fashion, Abel (1964) figured the masks on the fronts of the faces of various male blennies.

Many other special signals would be discovered if more fishes were viewed from the front. As an example in passing, certain surf perches (Embiotocidae) have white lower lips. When seen from the side this feature is hardly noticed. But when a school turns and faces a diver theeffect is dramatic, his eye being deflected to the many white spots in the water.

The focus of this article, however, is on the striking interorbital stripe as exemplified by a South American leaf fish, Polycentrus schomburgkii Muller and Troschel. An argument will be advanced for its function. This argument will be extended to other fishes evincing similar color patterns. Finally, some exceptions will be described.

Acknowledgments: I would like to take this opportunity to thank the people the meeting of the American Society of Ichthyologists and and Herpetologists who responded so enthusiastically (see below). For a stimulating discussion of the paper presented there I am particularly grateful to John Magnuson and Henry Feddern. Edmund S. Hobson generously made available his knowledge and photographs garnered from underwater observations. Karel Liem offered supplemental observations on the feeding behavior of another leaf fish; Thomas Frazzetta, John Mertz, and Peter Skaller read the manuscript. The basic observations were made under the auspices of a post-doctoral fellowship (MF 8244) from the National Institute of Mental Health. This was undertaken at the Max-Planck-Institut fur Verhaltensphysiologie; I am eternally indebted to Konrad Z. Lorenz who made this possible, and who inspired me to learn about the behavior of animals. The writing itself was done under the support of a grant (GB 2210) from the National Science Foundation.

MATERIALS AND METHODS: The conditions under which the Polycentrus were kept are of little consequence to the behavior to be described here. Suffice it to say that the fish were kept in well-planted aquaria with conditions of water, temperature, and light appropriate to their natural environment. Details can be found in another article, one dealing with the social behavior of Polycentrus (Barlow 1967).

This paper was presented at the annual national meeting of the American Society of Ichthyologists and Herpetologists, during June, 1965, in Lawrence, Kansas. Taking advantage of the assembled body of knowledge present in the audience, I invited further examples of the kind of color pattern to be discussed in what follows (designated A.S.I.H.). For some time thereafter I continued to receive comments through the mail from ichthyologists who had heard about the paper; these will be marked pers. comm. Recently I observed several examples at the Steinhart Aquarium in San Francisco.

OBSERVATIONS: For approximately three months the diet of the Polycentrus had consisted largely of small amphipods, tubificid, worms, and insect larvae. There was nothing remarkable about the feeding behavior during that time. The fish simply swam to the object to be eaten, paused, fixed on it, and engulfed it. Then the fish were fed a school of young cichlids, Etroplus maculatus (Bloch). These small cichlids were difficult for the Polycentrus to catch by comparison with their previous food items. The cichlids hid among the plants, and fled and dodged artfully when approached by the Polycentrus. For the first time I observed what is evidently the full feeding response of Polycentrus. An idealized account follows, but it is one based on repeated observations of feeding behavior.

When hunting, Polycentrus drifts slowly toward its intended prey. The only moving parts of its body are the lobes of the dorsal and anal fins and the pectoral fins; occasionally the caudal fin may also contribute to the locomotion. All of these structures are transparent. As the Polycentrus glides toward the prey the median fins and the paired pelvic fins become fully extended. A slight partial flexing and extending of the spines of the dorsal fin can sometimes be seen. When about one to two body lengths away from its prey, the fish pauses. A slight lateral curvature forms in the region of the caudal peduncle, imparting what I have termed a sickle-shape in another article (Barlow 1961).  The Polycentrus then darts forward, engulfing the prey if successful. The lunge finishes in a sharp turn to one side, starting at about the point where the prey is grasped. Details of the strike cannot be observed because of its extreme speed. Both sexes may show various white and black spots on this dark background (Fig. 1).  The head in particular becomes nearly black, although the heavy black markings that run through it  are still apparent. In juveniles the body may remain pale while the head darkens.

Fig. 1 — Side view of a foraging Polycentrus schomburgkii showing the spotted pattern, the darker top of the head, and  the
inconspicuousness of the interorbital stripe  seen from this angle. Photo by the author.

The singular feature of the color change is that which takes place on the top of the head. A cream-colored stripe develops, running from the junction of the premaxillaries, back between the eyes, and up the nape, ending at the insertion of the dorsal fin. It is narrowest, less than one eye diameter, on the snout, widening to a little more than an eye diameter on the nape. In frontal view (Fig. 3), Polycentrus gives the appearance of a vertical black elipse, split by a white stripe running from its middle up to its top, and having two thin white stripes leading the pelvic fins.

DISSUSSION: More than any other single effort, Cott’s book (1940) on adaptive coloration has persuaded biologists to accept the principle of disruptive coloration in animal camouflage. His arguments of interest to us on this point can be summarized in a few lines: „It is this continuity of surface, bounded by a specific contour or outline, which enables us to recognize any object with whose shape we are familiar.” (p. 48).

So if Polycentrus is to minimize detection by its prey, it must break up its outline in some way.

Fig. 2.  — Front view of a foraging Poloycentrus schomburgkii showing the extension of the white stripe onto the edge of the dorsal fin.
Photo by the author.

Fig. 3 — Front view of o lurking Polycentrus schomburgkii moments before  engulfing a young Etroplus maculatus (slightly out of
focus, directly before the mouth of the Polycentrus). Photo by the author.

Again, as Cott put it on page 52, „Broadly speaking . . . we may say that white marks on dark animals living in dark surroundings (such as forests) . . . will be the most effective in breaking up the continuity of their surface, and in masking by contrast tell-tale half-tones of surface structure and modelling.”On pages 48 to 49 Cott discussed a frog (Plate 9) that has a prominent mid-dorsal stripe, in many respects the functional counterpart of the interorbital stripe in Polycentrus. The emphatic stripe was said to achieve its effect in three ways: (1) it stands out, detracting the eye from the profile of the frog; (2) this strong incidence of color tends to flatten the half-tones by which the frog is recognized; and (3) the stripe bisects the frog — two half frogs do not resemble a frog.

In Cott’s logic, the interorbtial stripe of Polycentrus serves to break up its characteristic frontal profile. Evidently it is an adaptation to reduce detection while slowly approaching its prey.

In addition to the frog, Cott also discussed some insects (p. 79) that employ median stripes for disruptive effects. (His comments here about coincident disruptive patterns may also be extended to Polycentrus but need not concern us.) In these instances there is no suggestion of camouflage for predation, but just for protection. For the sake of economy the discussion should be confined to fishes, yet one instance among mammals is especially worth noting. Charles Long drew my attention to the case of the badger. It is a predaceous burrower (Richardson 1929) with a split-head color pattern, and one that may lie in ambush for ground squirrels (Balph 1961).

Illustrations of fishes with disruptive stripes running up the interorbital space are difficult to find, but are not rare. Not only are fishes conventionally shown in side view, but they are usually drawn from dead specimens. If the pattern is seen only in the live fish, as in Polycentrus, even a figure depicting the frontal aspect will be of no avail. The grass pickerel (Esox americanus vermiculatus LeSueur) bears a permanent split-head pattern (Crossman 1966; pers. observ.), as must fishes that retain the interorbital stripe as museum material, e.g., Acanthoplesiops indicus (Day) (Smith 1950, fig. 409).

 Longley (in Longley and Hildebrand 1941) photographed in nature two species with disruptive interorbital stripes, a trumpet fish Aulostomus maculatus Valenciennes, and a Nassau grouper Epinephelus striatus (Poey). An unidentified marine eel also has such an interorbital stripe in life (Roughly 1951, pl. 40) as does the cleaner wrasse Labroides dimidiatus (Clupaty 1963, fig. 3).

The presentation of this paper at the meeting of the American Society of Ichthyologists and Herpetologists stimulated the following further examples: The split-head pattern is found in the pomocentrid fish Amphiprion akallopisus Bleeker, and in some long-snouted chaetodontid fishes (L. P. Woods). It has also been seen (D. P. DeSilva) in the tripletail, Lobotes surinamensis (Bloch). Further examples are found in eelpouts of the genus Lycodes occurring in the Bering Sea (N. Wilomovsky), in at least three gobiesocid fishes (J. C. Briggs), and in some gobies from the Philippine Islands (G. S. Myers). Preserved specimens of a sunfish, Pomoxis nigromaculatus (LeSueur), have been found with  a „. . . distinct brown line extending from the gular region up across the snout onto the dorsal spines. This bisecting line is not characteristic of most of the members of this species . . .” (W. H.  Walker, Jr., A.S.I.H. and pers. comm.). Finally, isospondylous fishes of the genus Dixonina lack the split-head color pattern but do have a conspicuous pale spot on the tip of the snout which may serve a similar end (F. H. Berry). A visit to the Steinhart Aquarium in San Francisco resulted in several variations on the same theme. In the large squirrel fish Holocentrus spinifer (Forskål), the forehead is lighter red than the rest of the fish and is split by a brown-red line running from the mouth to just behind the interorbital space. The split-head effect is extremely pronounced in the lobotid fish Datnioides microlepis Bleeker; the leading edges of the pelvic fins are white, the posterior portions black.

Fig. 4 — A Nassau grouper Epinephelus striatus. Photo courtesy T.F.H. Pub.

Fig. 5 — Datniodes microlepis. Photo by Peter Tsang.

Fig. 6 — Promicrops lanceolatus. Photo by H. Hansen.

 

Adults of the serranid fish Grammistes sexlineatus (Thunberg) are black with many white stripes and lack an interorbital stripe; it is present in the younger specimens, however. A reef-dwelling jack, Caranx sp., has a thin but distinct median stripe starting just above the eyes and running to the top of the head; I tried to view this species head on, but the fish always dropped down and looked slightly up at me, which placed the stripe in the middle of the obliquely-presented frontal profile. Two striking examples were seen among the anemone fishes of the genus Amphiprion: In both species a white middorsal stripe runs the length of the orange fish; in A. akallopisus Bleeker the stripe starts at the mouth, but in A. perideraion Bleeker it starts further back at the interorbital space. The stripe bisecting the face of the long-snouted  butterfly fish Chelmon rostratus (Linnaeus) is noteworthy for its border; the face is clear white and the stripe is gold, but set off from the white by a dark brown margin. A short but distinct split-head stripe was also observed in a pipefish Syngnathus griseolineata (Ayres), a klipfish Gibbonsia elegans (Cooper), a file fish Monacanthus sp., and in an agonid fish. Among several eel bennies only one species, the pholid Apodichthys flavidus Girard, had a split-head pattern, a pronounced thin white line running middorsally from the mouth to the tail; the same pattern, however, was noted in another pholid, Xererpes fucorum (Jordan & Gilbert), seen at the Bodega Marine Laboratory of the University of California.

In most of the cases just cited the fishes are thought to be predaceous, but useful observations are not readily available. In the following some examples are given where the split-head pattern has been seen, together with observations on the feeding habits of the animals.

The feeding behavior and color patterns of another leaf fish, and a closely related one, Monocirrhus polyacanthus Heckel, has been described by Cott (1940: 311-313, fig. 63). Cott dwelled on the appearance of the side of this fish in relation to its hunting behavior, although the prey must view the front end of the leaf fish (pers. observ.). The side view of Monocirrhus in Cott shows the pale interorbital region, although he failed to mention it. Upon hearing the presentation of the paper in hand, G. S. Myers ventured the suggestion that this leaf fish may be so thin that the split-head pattern could not function because the white stripe would occupy the entire frontal aspect of the head. With this in mind I asked Karel Liem to observe his leaf fish to establish whether or not this is so. He reported that the split-head pattern operates perfectly well in Monocirrhus. In fact, when it feeds the head may blacken around the interorbital stripe, increasing the split-head effect, while the color of the rest of the body may remain relatively unchanged.

I have observed in a related nandid fish, Nandus sp., that a split-head pattern appears during feeding. Polycentropsis abbreviata Boulenger, is an African nandid fish and a species that looks much like Polycentrus; it also manifests the split-head pattern when feeding (G. S. Myers, A.S.I.H.). A further example is the serranid fish Promicrops lanceolatus (Bloch). The young are black with yellow blotches and have a pronounced split-head marking. This species has been characterized as a lurking predator (Clupaty 1963, fig. 2).

Dermatolepis punctatus Gill is another serranid fish, having a split-head pattern (fig. 7). Hobson (pers. comm.) observed that this grouper is secretive by day but that comes out to feed during the crepuscular periods. „It is usually active close to the bottom during these periods, yet it not infrequently ranges up into midwater. Although I have not observed  this fish feeding, it is a sluggish swimmer with a manner that certainly suggests it to be a stalking predator.” As in the case of Promicrops, the split-head pattern is more evident in the smaller fish (less than 350 mm.).

Fig. 7 — Dermatolepis punctatus in its lair. Photographed by E. S. Hobson near Laz, Baja,  California.

Hobson has also written to me about another serranid fish with a striking split-head pattern, the soap fish Rypticus bicolor (Valenciennes). It too is a stalking predator that is active  primarily during the crepuscular or nocturnal periods, eating mainly benthic crabs and crustaceans, although some fishes are taken.

Still another marine fish showing the split-head pattern is the giant kelpfish, Heterostichus rostratus Girard (Hobson 1965, figure on p. 510). Hobson (pers. comm.) found that H. rostratus stalks small crustaceans and fishes, moving very slowly and not darting forward for the capture until within a few inches of its prey.

The sternarchid fish Apteronotus albifrons (Linnaeus) is a velvety black animal having a creamy white stripe running dorsally from the snout back about one-third of the body length (pers. observ.). It is nocturnal, perhaps crepuscular in habits, feeding on small fishes, shrimp, and insect larvae (Walker 1965).

These examples, coupled with the observations on Polycentrus and Nandus, led me to believe that fishes with a disruptive interorbital stripe might be characterized collectively as lurking or slow-moving predators. This generalization, however, had to be modified in light of a report by Magnuson and Prescott (1966; my thanks to them for sending the unpublished manuscript).

Part of their study dealt with the bonito, Sarda chiliensis (Cuvier), a schooling pelagic fish. When fed, the bonito manifests 9 to 10 vertical black bars on the body. More germane, a prominent yellow stripe appears extending from the tip of the snout to the base of the first dorsal fin. Nakamura and Manguson (in Magnuson and Prescott) have observed nearly the same color change in the skip-jack tuna, Euthynnus pelamis (Linnaeus). In both of these oceanic species the bars and the interorbital stripe fade as the animals finish feeding. The male bonito also expresses these body bars and the interorbital stripe when engaging with another male in lateral display, a hostile act, or when maneuvering to spawn with a female. It is important to note here that bonito do not display frontally, probably because they cannot back up well.

Nakamura, Magnuson, and Prescott all endorse the idea that the primary signal value of this color change relates to hostile and spawning behavior. But they suggest it may have acquired the secondary significance of indicating the presence of food.

The bars may communicate something in a school of bonito, whatever the message sent. That the interorbital stripe has signal value, however, is unlikely. Seen from the side, as it must be most of the time by other bonito, it is a poor signal; its effect is only to flatten the head slightly. It must be viewed from in front to be of use, and only the prey regularly sees this aspect of the bonito. The split-head color pattern of the bonito probably serves to disrupt its frontal profile, just as it does in Polycentrus.

If this is so, then why does the interorbital stripe appear when the bonito is involved in social, nonfeeding behavior? The reason might be that this is the simplest solution for the bonito. Any major arousal could activate the color change, only one kind of change being necessary. Since the interorbital stripe is not seen well, it is of little consequence in intraspecific interactions.

Now in Polycentrus a similar situation prevails. When spawning they develop the interorbital stripe, strikingly so in the female. This, too, could be accounted for by general arousal. But when two males fight, the interorbital stripe is lacking, the space being darkly colored as is orbital stripe is lacking, the space being darkly colored as is the rest of the „face.”

The explanation is that Polycentrus engages in frontal displays when aggressive. A distinctive intraspecific signal, in this case the head plus extended opercles, should be relatively solid in color to emphasize the profile, and/or have an uninterrupted profile. An interorbital stripe would work against this because of the splitting of the head and disruption of the profile.

The spawning female, who must swim toward the male, takes advantage of the interorbital stripe to avoid the hostile signal that the uninterrupted face conveys. Similarly, the various female toothcarps of the genus Cyprinodon show a split-head color pattern in the context of sexual or aggressive behavior (R. K. Liu, pers. comm.).

Another indication of the role of arousal lies in the closer observation of feeding behavior. It is only when the prey is difficult to capture, or the Polycentrus very hungry, that the interorbital stripe appears. When they have been fed small fish a few days in a row, the stripe is turned on as the feeder enters the aquarium room. But lest the point be made too strongly, recall that arousal involving aggressive behavior inhibits the appearance of the interorbital stripe.

Thus the contrast-rich interorbital stripe, the split-head color pattern, seems to characterize certain predaceous fishes, particulary those lying in ambush. In some it occurs only when foraging. In others it is a fixed part of the color pattern.

This discussion of the split-head color pattern would be incomplete if I did not point out some exceptions. There are fishes possessing such a color pattern that one would not ordinarily conceive of as being predators. One of the best examples is presented by browsing marine angel fishes. Henry Feddern (A.S.I.H.) has pointed out to me this remarkable exception, based on his studies of these fishes in the Caribbean Sea. In Pomocanthus paru (Bloch) yellow encircles the mouth, then runs up from the circle through the interorbital space back onto the nape, reaching the insertion of the dorsal fin; the background color is dark brown or blue. In P. arcuatus (Linnaeus) there is also a yellow circle around the mouth; similarly a stripe runs up from the circle between the eyes and back to the insertion of the dorsal fin; but the stripe also extends ventrally along the chin. Juvenile fishes of this genus feed on sponges and algae; they are blue with a yellow split-head pattern. When either the juveniles or adults are approached they tend to face the intruder. Thus while they may not be using the split-head pattern as a concealment device  to allow them to approach prey, they may be using it to permit them to look directly at a potential predator while making themselves more difficult to locate visually.

I have observed another interesting exception in the loach Botia horae Smith. This is a pale-colored fish with a black line running from the tip of the snout back along the entire dorsal surface, curving down along the insertion of the caudal fin, and terminating at the ventral surface of the caudal peduncle (Sterba 1962, fig. 452). Seen from the side, it has a black line at the base of the short dorsal fin and a black bar along the base of the caudal fin. The habits of the fish could be summarized as follows: It nibbles on plants and along the bottom, probably finding its food largely by virtue of the taste buds on the small barbels around the mouth. Prepared commercial fish food is taken visually, however, as it falls through the water. It is a fish that might be characterized as an active, nervous swimmer, but it is not a lurking predator. On the other hand, it frequently chases and apparently disturbs large fish in an aquarium. It is also vicious in the way it persistently attacks members of its own species. Conceivably, it could be nipping mucus from large fishes, although I doubt this. Perhabs more significant, the snout is long and relatively flat. The fish is mostly on or near the bottom. Thus the split-head effect could be part of a more general pattern which is to bisect the fish altogether when seen from above. (Anableps dowei Gill is a dark fish with a pale middorsal stripe running from the back of the head to the tail; living just under the water surface, it would often be seen from above by potential predators such as birds.) The black at the insertion
of the dorsal and caudal fins of B. horae probably serves in species recognition.

The pomocentrid fishes of the genus Amphiprion do not fit the scheme of a lurking predator. While carnivorous, they tend to hover, dart and turn, occurring together in small groups in the open. The clue is that the several species differ most immediately in the distribution of a few bold white marks on an orange to brownish background. The number of possible placements of these few white marks on the sides of the bodies of the species must reach some limit set by the abilities of the species to distinguish them.

Having a white stripe in the middorsal area increases the number of possible combinations. Since members of the species move slowly, hovering and facing one another, recognition from the front presents no problem. A parallel pattern of species-specific markings can be seen in the white discs on the foreheads of pomocentrid fishes of the genus Dascyllus; they are remarkably similar in behavior.

Two further comments need to be made. The first is to point out that in three serranid fishes (Grammistes sexlineatus, Promicrops lanceolatus, and Dermatolepis punctatus) the young animals have the split-head pattern while it is lacking in the adults. Knowledge of any associated change in feeding habits would illuminate the significance, or lack of it, of the split-head pattern in these fishes.

The final comment is to draw attention, though fleetingly, to the problems of phyletic and ecologic correlations. Why is it that some kinds of ambush predators are not known to show the split-head pattern? A  good example is the large genus Sebastodes. I suspect this is simply another example of different phyletic groups having different solutions to the same problems. Also, other considerations may prevail, such as species recognition. It is also my impression that the split-head pattern is more widely distributed among marine fishes than among freshwater fishes. This may be no more than a consequence of the great species diversity of the tropical shore fishes.

In conclusion, whenever the typical thin splitting coloration is seen, one can probably be safe in assuming first that it is for the purpose of concealment. When this is on the front end of the fish, chances are that the fish is a predator, and more likely of the lurking, ambush type than an active feeder such as the bonito. In some instances, a fish will have a split-head color pattern in order to observe a potential predator while remaining unseen. In a few species it may even be important as an intraspecific signal. And finally, some fishes, and particularly those that tend to feed on the bottom or near the surface in open areas, may have a dorsal line splitting them along their length to better conceal them.

REFERENCES

Abel, E. F., 1964. Freiwasserstudien zur Fortpflanzungsethologie zweier Mittelmeerfische, Blennius canevae Vinc. und Blennius inaequalis C. V. Z. Tierpsychol., 21: 205-222.

Baerends, G. P., and J. M. Baerends-van Roon, 1950. Introduction to the ethology of cichlid fishes. Behavior, Suppl. 1: 1-242.

Balph, D. F., 1961. Underground concealment as a method of predation. J. Mamm., 42: 423-424.

Barlow, G. W., 1961. Ethology of the Asian teleost Badis badis. I. Locomotion, maintenance, aggregation and fright. Trans. III. State Acad. Sci., 54: 175-188.

— 1967. Social behavior of a South American leaf fish, Polycentrus schomburgkii, with an account of recurring pseudo-female behavior. Amer. Midl. Nat., in press.

Clupaty, P., 1963. Promicrops lanceolatus (Bloch). Aquar. u. Terrar., 10: 202-204.

Cott, H. B., 1940. Adaptive coloration in animals. Methuen, London, 508 pp.

Hobson, E. S., 1965. Forest beneath the sea. Animals (London), 7: 506-511.

Crossman, E. J., 1966. A taxonomic study of Esox americanus and its sub-species in Eastern North America. Copeia, 1966: 1-20.

Longley, W. H., and S. F. Hildebrand, 1941. Systematic catalogue of the fishes of Tortugas, Florida, with observations on color, habits, and local distribution. Pap. Tortugas Lab. Carnegie Inst., 34: 1-331.

Magnuson, J. J., and J. H. Prescott, 1966. Courtship, locomotion, feeding, and miscellaneous behavior of Pacific bonito, Sarda chiliensis. Anim. Behav., 14: 54-67.

Richardson, J., 1829. Fauna Boreali-Americana. Murray, London, 300 pp.

Roughly, T. C, 1951. Wonders of the Great Barrier Reef. Angus and Robertson, London, 13th ed., 283 pp.

Smith, J. L. B., 1950. The sea fishes of Southern Africa. Central News Agency, Capetown, 550 pp.

Sterba, G., 1962. Freshwater fishes of the world. Longacre, London, 878 pp.

Walker, B., 1965. Black ghost fish. Aquar. Jour., 36: 452-454.

2013/04/02 | Supplementum

Suplement XLIV

Kosmos, 1922, T. 48, s. 456-457
Polskie Towarzystwo Przyrodników
imienia Kopernika, Lemberg

KRONIKA NAUKOWA

Courrier Robert. —  Étude préliminaire du déterminisme des caractères sexuels secondaires chez les Poissons. [Arch. d’Anatomie d’Histologie et d’Embryologie. T. II. Fasc. 2. 1922].

Wiadomem jest nam, że powstawanie drugorzędnych cech płciowych przypisują działaniu specyficznych hormonów. Autor zadaje sobie pytanie, skąd mianowicie powstaje ta substancja hormonalna u ryb. Kastracja u ssaków wykazała, że hormon ten znajduje się w gruczole płciowym, mianowicie u samców w jądrze. Organ ten składa się: z komórek płciowych, z komórek Sertoliego (syncytium), z komórek Leydiga (komórek interstycjalnych); którym mianowicie elementom komórkowym można przypisać sekrecję tych hormonów jak dotąd zdania są podzielone. Według jednych (Bouin, Ancel, następnie Tandler, Steinach, Lipschütz) gruczoł interstycjalny wpływa na rozwój drugorzędnych cech płciowych. Według drugich (Retterer, Voronoff, Berblinger, Simonds, Sternberg) ten hormon czynny wydzielany jest przez komórki płciowe syncytium Sertoliego. U innych kręgowców np. u ziemnowodnych: Aron u trytona, niszcząc tkankę interstycjalną, wywołał zanik drugorzędnych cech płciowych. Według Champy’ego u ziemnowodnych komórki interstycjalne nie wpływają na rozwój drugorzędnych cech płciowych. Pośród ryb tylko u niektórych występują wyraźnie drugorzędne cechy płciowe. Do takich należy ciernik słodkowodny Gasterosteus aculeatus.  Samiec różni się od samicy ubarwieniem i specjalną wydzieliną nerkową w okresie godowym, t. j. na wiosnę. Samica posiada grzbiet brunatno-zielony, brzuch, szyję białą, samiec zaś ma okolicę brzuszną i szyję czerwono-szkarłatną, grzbiet szaro-zielony. To ubarwienie godowe występuje na wiosnę, istnieje przez całe lato, a wkońcu jesieni zanika. Jeżeli obserwujemy jądro ciernika w marcu, to widzimy, że kanaliki nasieniotwórcze są zbliżone do siebie, tylko we wnętrzu gruczołu znajduje się tkanka łączna luźna, a w niej leukocyty i komórki, zawierające ziarnistości, barwiące się fuksyną. Jądro badane już w maju, t. j. w okresie ubarwienia godowego, wykazuje dość znaczne zmiany, tkanka interstycjalna rozrasta się nadzwyczajnie, unaczynia się silnie, jak również zwiększa się ilość komórek, posiadających ziarenka, barwiące się metodą Altmann’a. Autor powiada, że u ciernika istnieje pewna cykliczność w rozwoju gruczołu interstycjalnego. Spermatogeneza u tego zwierzęcia odbywa się w zimie, to jest w okresie, kiedy drugorzędne cechy płciowe nie są ujawnione. Na wiosnę, kiedy występuje ubarwienie godowe, spermatogeneza ma się ku końcowi. Autor przychodzi do wniosku, że plemniki nie wpływają na rozwój drugorzędnych cech płciowych, a tylko gruczoł interstycjalny. Mianowicie rozwój gruczołu interstycjalnego w jądrze ciernika przypada na okres ujawnienia drugorzędnych cech płciowych, jego zanik odpowiada zanikowi tych cech.

Dr Zenobja Zakolska (Warszawa).

Linki:

http://pbc.biaman.pl/dlibra/docmetadata?id=10050&from=&dirids=1&ver_id=11682&lp=117&QI=!F2CA681B730DB83B7991AB80CBACF763-18

2013/03/21 | Supplementum