Suplement XXXVIII

Wiadomości ekologiczne, z. 2 (1978),s. 425-426

WIADOMOŚCI HYDROBIOLOGICZNE

Konferencja na temat amura białego (Gainesville, Floryda, 8-13 I 1978 r.)
Grass carp conference (Gainesville, Floryda, 8-13 I 1978 r.)

Konferencję zorganizował Instytut Żywności i Nauk Rolniczych Uniwersytetu na Florydzie. Uczestniczyło w niej ponad 70 osób, głównie ze Stanów Zjednoczonych, oraz zaproszeni celem wygłoszenia referatów goście zagraniczni z Anglii, Holandii, Japonii, Polski i RFN.

Krótkie wprowadzenie pozwoli zrozumieć przyczyny dużego zainteresowania amurem białym na Florydzie. Plagą tego stanu jest trudny do opanowania, nadmierny rozwój roślinności wodnej. Zjawisko to jest spowodowane przez: (1) obfitość płytkich wód:  jezior o głębokości 3 — 5 m, rzek i kanałów, (2) niezwykle długi sezon wegetacyjny, (3) wprowadzenie szeregu allochtonicznych gatunków roślin. Najbardziej dokuczliwe z tych roślin to: hiacynt wodny (Eichhornia crassipes), przesiąkra okółkowa (Hydrilla verticillata), wywłócznik kłosowy (Myriophyllum spicatum) i moczarka brazylijska (Egeria densa). Praktycznie prawie cała suma 15 — 20 mln dolarów wydawana rocznie na Florydzie na walkę z roślinnością wodną jest zużytkowywana na kontrolę powyższych 4 gatunków.

W referatach omawiano stosowane obecnie metody mechaniczne i chemiczne walki z zarastaniem, ich niedogodności i niektóre skutki uboczne. Koszt chemicznego oczyszczania 1 ha z roślinności wynosi 300 dolarów, mechanicznego 89 dolarów, jednakże ten drugi zabieg należy powtarzać około 6 razy rocznie. Jak oceniono, przy mechanicznym usuwaniu roślinności niszczy się  około 35 kg ryb·haˉ¹.

Dotychczas stosowane metody kontroli biologicznej ograniczyły się w zasadzie do wprowadzenia 3 gatunków owadów, żywiących się dosyć wybiórczo wspomnianymi wyżej gatunkami roślin. Nadzieje zwracają się obecnie w kierunku amura białego, który to gatunek jest już dość dobrze znany w USA (pierwsze tarło w 1966 r.). Na podstawie przedstawionych wyników badań, efektywność amura w zwalczaniu roślinności wodnej w warunkach klimatycznych Florydy wydaje się nie ulegać wątpliwości.

Dwa problemy powstrzymują kompetentne władze amerykańskie  od podjęcia o decyzji o wykorzystaniu amura do zwalczania roślin wodnych w skali gospodarczej. Pierwszy to obawa przed możliwością rozrodu naturalnego tej ryby w wodach Florydy, a drugi to ewentualny wpływ amura na całość ekosystemu. Tym dwóm problemom była poświęcona w zasadzie cała konferencja, a ich naświetlenia oczekiwano od zaproszonych prelegentów amerykańskich i ekspertów zagranicznych.

Jeśli chodzi o możliwość naturalnego tarła amura, to uczestnicy obrad doszli do zgodnego wniosku, że jest ono mało prawdopodobne, choć nie całkiem wykluczone w wodach Florydy.  Co ważniejsze, nawet w wypadku dojścia do skutku naturalnego tarła amura, mało prawdopodobna jest „eksplozja populacyjna” tego gatunku. Warto wspomnieć ciekawe referaty na temat tarła naturalnego ryb roślinożernych wsiedlonych do Japonii oraz na temat metod sztucznego rozrodu i podchowu wylęgu stosowanych w tym kraju. Niektóre z tych metod warto wypróbować w Polsce. W Japonii np. odchodzi się od sztucznego pozyskiwania i zapładniania ikry ryb roślinożernych. Zamiast tego wprowadza się specjalne stawki tarłowe, z których następnie odławia się zapłodnioną ikrę i przenosi do aparatów inkubacyjnych oryginalnej konstrukcji (rysunki aparatów i inne szczegóły w posiadaniu autora sprawozdania).

Zwraca uwagę bardzo szeroki i kompleksowy program badawczy (częściowo zrealizowany lub znajdujący się w trakcie realizacji) dotyczący wpływu amura na całość ekosystemu. Badaniami objęty jest chemizm wody  (w bardzo szerokim ujęciu), skład mechaniczno-chemiczny osadów dennych, fitoplankton, roślinność naczyniowa, zooplankton, bentos, peryfiton, ryby (ich skład gatunkowy, liczebność, struktura wielkościowa i płciowa populacji, rozmieszczenie przestrzenne, sposób odżywiania się i rodzaj pokarmu, reprodukcja). Bada się również wpływ amura na ekologię innych zwierząt wodnych, w tym ssaków i ptaków wodnych. Obok standardowych metod hydrobiologicznych, stosuje się bardziej wyrafinowane techniki, jak np. wszywanie amurom miniaturowych nadajników radiowych w celu badania ich aktywności lokomotorycznej i rozmieszczenia przestrzennego w jeziorze lub wytruwanie ryb rotenonem dla oceny ich liczebności.

Trudno wyciągnąć jednoznaczne wnioski z przeprowadzonych badań. Widać było wyraźnie, że wpływ amura był różny w zależności od rodzaju ekosystemu, do którego został wprowadzony. Ogólnie jednak podkreślano mniejszy niż można było oczekiwać wpływ amura na proces eutrofizacji mierzony takimi wskaźnikami, jak dynamika azotu i fosforu w wodzie, zawartość chlorofilu czy produkcja pierwotna. Badania przeprowadzone w Holandii wręcz wykazały, że uboczny wpływ amura na całość ekosystemu był mniejszy niż wpływ usunięcia roślin za pomocą środków chemicznych. Brak widocznego wpływu amura na proces eutrofizacji badacze amerykańscy próbują tłumaczyć tym, że w wypadku zarośnięcia zbiornika zakorzenione w dnie rośliny pośredniczą w wymianie biogenów między dnem i tonią wodną. Gdy brak tej roślinności, biogeny opadające na dno w postaci fekalii amura są skuteczniej wiązane, między innymi przez kompleksy sorbcyjne.

Wpływ amura na rodzimą ichtiofaunę również nie okazał się jednoznaczny. W jednych wypadkach stwierdzano wyraźny spadek liczebności populacji gatunków rodzimych, w innych wpływu takiego nie stwierdzano. Jeśli oceniać wpływ amura na podstawie  wyników połowów wędkarskich, to wydaje się rysować ogólna tendencja spadku tych połowów w strefie litoralowej zbiorników, a wzrostu w strefie pelagicznej.

Ogólnym akcentem konferencji był optymizm co do możliwości wykorzystania amura białego dla zwalczania nadmiernego zarastania wód śródlądowych Florydy, pod warunkiem wypracowania skutecznych metod regulowania liczebności obsad tej ryby, dla utrzymania rozwoju flory wodnej na pożądanym z punktu widzenia interesów człowieka poziomie.

 

 Karol Opuszyński

Linki:

 

http://www.farmer.pl/produkcja-zwierzeca/inne-hodowle/hodowla-ryb/artykuly/amur-w-szuwarach,1820,2.html

 

 

2013/01/29 | Supplementum

Suplement XXXVII

PRZEGLĄD ZOOLOGICZNY XXXIII, z. 1 (1989), s. 109-123

ICHTIOLOGIA — ICHTHYOLOGY

Azjatyckie ryby roślinożerne wsiedlone do wód Polski
Asiatic herbivorous fish introduced into Polish waters

KAROL OPUSZYŃSKI

Instytut Rybactwa Śródlądowego w Olsztynie, Zakład Rybactwa Stawowego, Żabieniec, 05-500 Piaseczno

 

Azjatyckie ryby roślinożerne: tołpyga biała, Hypophthalmichthys molitrix (Valenciennes), tołpyga pstra, Aristichthys nobilis Richardson i amur biały, Ctenopharyngodon idella (Valenciennes) zostały sprowadzone po raz pierwszy do Polski prawie ćwierć wieku temu.

Pomimo, że ryby te nie rozrodzą się tutaj chyba nigdy w sposób naturalny, zyskały one jednak stałe obywatelstwo w naszym kraju. Wynika to z faktu, że mają one duże znaczenie gospodarcze, szczególnie jeśli chodzi o rybactwo stawowe. Ryby te są rozradzane corocznie w Polsce w warunkach sztucznych, jak również materiał zarybieniowy jest w dalszym ciągu sprowadzany z zagranicy, głównie z Węgier i ZSRR. Azjatyckie ryby roślinożerne występują obecnie w rzekach i jeziorach w Polsce, zarówno w wyniku świadomych zarybień, jak i ucieczek ze stawów rybnych. Pomimo faktu, iż ryby te zostały sprowadzone do naszego kraju już stosunkowo dawno i budzą duże zainteresowanie, na ich temat krąży wiele sprzecznych opinii, nie tylko w szeroko rozumianym społeczeństwie, lecz również wśród fachowców: zoologów, ekologów i rybaków.

Celem niniejszego opracowania jest przedstawienie biologii i ekologii tych gatunków na podstawie badań własnych, jak i literatury.

W oparciu o dotychczasowe doświadczenia zarysowano również perspektywę gospodarczą azjatyckich ryb roślinożernych oraz ich wpływ na środowisko i biocenozę naszych wód ze szczególnym uwzględnieniem problemu eutrofizacji.

Tołpyga biała, Hypophthalmichthys molitrix (Valenciennes, 1844)

Tołpyga biała (ryc. 1) należy do podrodziny Hypophthalmichthinae. Zamieszkuje wody dorzecza Amuru oraz Chin. Do Polski sprowadzona została w 1964 r. ze Związku Radzieckiego. W naturalnym areale występowania tarło odbywa w rzece przy podwyższonym stanie wody. W Amurze okres tarła trwa od początku lipca do połowy  sierpnia (Nikolski, 1956). W rzekach chińskich największe nasilenie tarła przypada na koniec maja i początek czerwca, przy temperaturze wody od 26 do 30°C. Ikra jest semipelagiczna. Jej inkubacja następuje, gdy spływa z prądem wody. Okres inkubacji przebiega w temperaturze wody 23-25°C w ciągu 32 godzin. Płodność samicy wynosi średnio 500 000 jaj.

Powodem zainteresowania tołpygą białą i jej wsiedlenia do wód wielu krajów jest unikalny sposób odżywiania się tego gatunku. Rybę tę można w pewnym stopniu porównać do „naturalnej siatki planktonowej”. Plankton, dostający się wraz z wodą obmywającą podczas ruchów oddechowych skrzela, zatrzymuje się na wyrostkach filtracyjnych tworzących rodzaj siatki. Dzięki gęstemu ustawieniu tych wyrostków, mających u ryb dorosłych odstęp 20 do 25 mikronów (Voropajev, 1968), tołpyga biała zatrzymuje drobny plankton roślinny, który jest praktycznie niedostępny dla naszych zooplanktonofagów, posiadających znacznie rzadsze wyrostki filtracyjne.

Ryc. 1. Tołpyga biała, Hypophthalmichthys molitrix (Val.)

Należy wspomnieć, że porównywanie mechanizmu odżywiania się tołpygi do działania siatki planktonowej budzi sprzeciw szeregu badaczy. Sawina (1965a, 1965b) i Opuszyński (1979), porównując skład pokarmu tołpygi białej ze składem planktonu stwierdzili wybiórczość pokarmową tej ryby. Jedne gatunki planktonu były „wybierane”, podczas gdy inne były „unikane”. Borucki (1950) nie stwierdził wybiórczości pokarmowej tej ryby w rzece Amur. Wiosną głównym składnikiem pokarmu był detritus. Unosił się on w dużej ilości w toni wodnej i był wychwytywanyprzez ryby wraz z planktonem. Latem, wraz z pojawieniem się zakwitów wody, główne znaczenie w odżywianiu się ryb miał fitoplankton. Podczas największego nasilenia zakwitów, w końcu lipca i początku sierpnia, ilość detritusu w pokarmie spadała do 5-15%, zooplanktonu do 1%, resztę zaś stanowił fitoplankton. Późną jesienią, po zakończeniu okresów zakwitów, detritus stawał się znowu głównym składnikiem pokarmu tołpygi białej. Aby problem wybiórczości pokarmowej tołpygi bardziej skomplikować warto wspomnieć, że Borucki (1973) nie stwierdził wybiórczości pokarmowej w stosunku do fitoplanktonu w jednych stawach, podczas gdy w innych wybiórczość ta była wyraźnie widoczna. Kajak i inni (1977) stwierdzili wyraźną wybiórczość pokarmową tołpygi w jeziorach. Szczególnie duża rozbieżność poglądów istnieje odnośnie do zjadania przez tołpygę sinic (Cyanophyta). Jedni autorzy twierdzą, że są chętnie zjadane i przyswajane przez ryby, podczas gdy inni zaliczają je do pokarmu unikanego lub też nietrawionego.

 Ryc. 2. Procentowy skład pokarmu karpia, amura białego i tołpygi białej przy wspólnym chowie w stawach (wg Opuszyńskiego, 1969).
a — karp, b — amur biały, c — tołpyga biała (Podano dane dla trzech stawów) istnieje odnośnie do zjadania przez tołpygę sinic (Cyanophyta).

Skład pokarmu tołpygi białej w polikulturze z karpiem i amurem w stawach rybnych w środkowej Polsce przedstawia ryc. 2. Jak widać, tołpyga odżywiała się zarówno fito-, jak i zooplanktonem, przy czym stosunek obu komponentów pokarmu zmieniał się w poszczególnych próbach. Pasza sztuczna zadawana karpiom nie była przez tołpygę zjadana. Nie pobieranie paszy sztucznej przez tołpygę białą jest potwierdzane przez wszystkich autorów zajmujących się tym problemem.

Tołpyga biała osiąga długość 1 m i ciężar ponad 8 kg. W Amurze dojrzewa w szóstym roku życia, przy długości ok. 50 cm. W jeziorach mazurskich dożywa do 16 roku życia. Po 13 latach życia obserwuje się wzrost śmiertelności naturalnej. Tempo wzrostu tołpygi białej, choć wolniejsze od tołpygi pstrej i amura białego, jest szybsze niż tempo wzrostu wszystkich naszych gatunków niedrapieżnych. Roczne przyrosty wynoszą ponad 0,5 kg (Krzywosz i Białokoz, 1985). Wzrost w stawach jest zróżnicowany zależnie od zagęszczenia obsad i termiki sezonu. W pierwszym roku osiąga średnią masę od 2 do 37 g, zwykle rzadko więcej niż 10 g. W drugim roku 80 do 150 g. Najczęściej nie udaje się wyprodukować ryby towarowej o masie powyżej 0,5 kg w cyklu trzyletnim.

Tołpyga biała wzbudza nadzieje, a jednocześnie i duże kontrowersje, jeśli chodzi o jej znaczenie gospodarcze. Teoretycznie, przynajmniej w stawach karpiowych, gdzie nawożeniem mineralnym można stymulować rozwój glonów planktonowych, jej baza pokarmowa powinna być prawie nieograniczona. Jej konkurencja pokarmowa z karpiem jest również niewielka. Drugą sprawą o jeszcze większym znaczeniu jest możliwość wykorzystania tołpygi białej dla przeciwdziałania procesowi eutrofizacji naszych wód otwartych.

Wpływ tołpygi białej na produkcję stawów karpiowych został w Polsce dokładnie przebadany (Opuszyński, 1969, 1979a; Wolny 1970). Jak się okazało, dodatkowa obsada tołpygi białej może zwiększyć łączną produkcję bez obniżenia produkcji karpia. Ten dodatkowy wzrost produkcji nie byłby możliwy do uzyskania (bez żywienia karpi paszą) drogą dalszego zagęszczania obsad karpia (ryc. 3A). Pozostało jednak pytanie do jakich granic można zwiększać zagęszczenia obsad tołpygi i jak rzutuje to na produkcję stawową? Odpowiedź na to pytanie przedstawia ryc. 3B.

Prezentuje ona wyniki eksperymentu w jednakowych stawach doświadczalnych. Każdy punkt na wykresie jest średnią uzyskaną z 3 stawów.

Ryc. 3. Wpływ tołpygi białej na produkcję karpia w różnym zagęszczeniu obsad (wg Opuszyńskiego, 1987).
Cc — karp: Cc1 — narybek, Cc2 — dwulatki,  Sc2 — dwulatki tołpygi białej (linie pionowe pokazują odchylenie standardowe), A — bez żywienia karpi paszą (słupki puste — karp, słupek zakreskowy — tołpyga), B — we wszystkich stawach karpie żywione jęczmieniem w ilości 2830 kg/ha (przestrzeń zakreskowana — dodatkowa produkcja dzięki tołpydze białej)

Cztery grupy doświadczalne o jednakowym zagęszczeniu karpia (4000 K1/ha) posiadały dodatkową obsadę dwuletniej tołpygi o zagęszczeniu wzrastającym od 0 do 12 000 szt/ha. Wszystkie stawy jednakowo nawożono, a karpie we wszystkich stawach żywiono jednakowo jęczmieniem. W grupie kontrolnej (bez dodatkowej obsady tołpygi) uzyskano średnią produkcję 1260 kg/ha. Wraz ze wzrostem zagęszczeń tołpygi nastąpił niewielki spadek produkcji karpia. Spadek ten jednak był w pełni rekompensowany przez dodatkową produkcję tołpygi. Przy największym zagęszczeniu tołpygi łączna produkcja wyniosła średnio 2029 kg/ha, w tym karpia 998 kg i tołpygi białej 1031 kg. Należy podkreślić, że ten bardzo wysoki wzrost produkcji uzyskano bez dodatkowych nakładów robocizny, zużycia nawozów i paszy.

Wydawałoby się, że przedstawione powyżej wyniki powinny zachęcić gospodarstwa rybackie do produkcji tołpygi białej w skali masowej. Tymczasem tak nie jest.

Dotychczasowa produkcja ze stawów waha się w granicach kilkuset ton rocznie. Przyczyn tego stanu rzeczy jest kilka. Tempo wzrostu tołpygi białej, podobnie jak karpia, jest zależne od zagęszczenia obsad. Wraz ze wzrostem zagęszczeń maleje. W podanym wyżej przykładzie w kolejnych zagęszczeniach tołpygi uzyskano następujące przyrosty jednostkowe: 169, 116 i 94 g. Należy dodać, że taka zależność była pewną niespodzianką, gdyż wraz ze wzrostem zagęszczeń tołpygi obserwowano wzrost biomasy fitoplanktonu w stawach. Stosunkowo wolne tempo wzrostu tołpygi w stawach i spadek przyrostów wraz z zagęszczeniem obsad nie zachęca do intensyfikacji produkcji tego gatunku. Polikultura utrudnia odłowy stawów, szczególnie gdy nie są one wyposażone w sprawnie działające odłówki. Tołpyga biała jest rybą wrażliwą na manipulacje i niesprawnie przeprowadzone odłowy znacznie zwiększają śmiertelność ryb w czasie zimowania. Dodatkową trudnością jest kłopot z uzyskaniem materiału zarybieniowego. Wylęg, jak dotąd, jest produkowany w skali produkcyjnej tylko przez jedno gospodarstwo specjalistyczne (Gosławice k. Konina). Ponadto przeżywalność wylęgu wpuszczonego do stawów zależy w dużym stopniu od aktualnych warunków termicznych. Nie sprzyja to stabilizacji produkcji materiału zarybieniowego. Stawy powinno zarybiać się wylęgiem podchowanym w warunkach kontrolowanych. Aczkolwiek technologia takiego podchowu została już opracowana, nie jest ona jeszcze stosowana w większej skali przez gospodarstwa rybackie w Polsce.

Podsumowując rolę tołpygi białej w gospodarce stawowej trzeba stwierdzić, że jest to ryba predysponowana do chowu w stawach o wysokiej sprawności technicznej i wysokiej produkcji karpia. Dodatkowe obsady tołpygi białej mogą zwiększyć produkcję o ok. 200 kg/ha, nie obniżając produkcji karpia. Ponadto tołpyga biała wpływa korzystnie na środowisko stawów karpiowych, przede wszystkim zwiększając efektywność nawożenia mineralnego i poprawiając warunki tlenowe (Opuszyński, 1979b, Wolny, 1970; Piotrowska-Opuszyńska, 1984).

W przeciwieństwie do gospodarki stawowej, rola tołpygi białej w gospodarce jeziorowej nie została dotychczas jasno określona i wymaga dalszych badań. Jak podają Krzywosz i Białokoz (1985), w jeziorach Polski uzyskiwano już bardzo wysoką produkcję tołpygi, sięgającą rocznie 100 kg/ha. Autorzy ci typują do zarybień tołpygą jeziora żyzne o powierzchni do 100 ha, łatwołowne, zamknięte lub posiadające możliwość zabezpieczenia obsady przed ucieczką. Według nich w jeziorach silnie zeutrofizowanych istnieje realna możliwość uzyskiwania produkcji tołpyg (tołpygi białej i tołpygi pstrej) na poziomie 150 kg/ha/rok. Znacznie ostrożniejsze stanowisko zajmują Mastyński i inni (1987) na podstawie analizy wieloletnich danych o zarybianiu tołpygą jezior Wielkopolski. Dochodzą oni do wniosku, że gospodarka tołpygami wymaga nadal bardzo ostrożnych i kontrolowanych działań, gdyż w pewnych przypadkach może powodować nie tylko obniżenie się ogólnej wydajności jezior, ale również w określonych zbiornikach stwarza zagrożenie dla cennych gospodarczo populacji  ryb autochtonicznych. Z kolei jednak powyższe stwierdzenia wymagają też ostrożnego traktowania, gdyż — po pierwsze — autorzy nie mogli oddzielić wpływu tołpygi białej i tołpygi pstrej (w statystykach połowów oba gatunki podawane są łącznie), a po drugie — nie mogli oddzielić wpływu ryb od wpływu wzrastających zanieczyszczeń i eutrofizacji jezior Wielkopolski. Na zakończenie należy przedstawić w skrócie poglądy na wpływ tołpygi białej na proces eutrofizacji. W niedawno wydanym podręczniku Ryby słodkowodne Polski (1986) można znaleźć stwierdzenie, że tołpyga biała, odżywiając się głównie fitoplanktonem, może przyczynić się do łagodzenia ujemnego wpływu eutrofizacji zbiorników wodnych. Według autorów, ryba ta powinna znaleźć szczególne zastosowanie w zwalczaniu nadmiaru fitoplanktonu w zbiornikach z wodą pitną, w których to dochodzi niejednokrotnie do zakłóceń w pracy filtrów i w konsekwencji do pogorszenia smaku wody. Do całkowicie przeciwnych wniosków doszedł Opuszyński (1978, 1979b), badając wpływ gęstych obsad tołpygi białej na warunki środowiskowe i stosunki biocenotyczne w stawach karpiowych. Wśród wywołanych zmian, najistotniejszą z punktu widzenia problemu eutrofizacji był wzrost biomasy fitoplanktonu i produkcji pierwotnej. Zostało to spowodowane: 1) małą efektywnością wyjadania glonów na skutek odżywiania się tołpygi detritusem, 2) eliminacją zooplanktonu, który również odżywia się fitoplanktonem, 3) szybszym obiegiem biogenów — fosforu i azotu, 4) pogorszeniem stopnia wykorzystania pokarmu na wzrost ryb w miarę zagęszczenia obsad.

Warto dodać, że powyższe wyniki stały się bodźcem do ogólnych rozważań nad możliwością rybackiego przeciwdziałania eutrofizacji. Sformułowano teorię ichtioeutrofizacji (Opuszyński, 1979b, 1980, 1987), która zakłada istnienie sprzężenia zwrotnego między eutrofizacją, a zmianami zespołu ryb. Proces eutrofizacji powoduje zmiany w strukturze zespołu ryb, a zmiany te — z kolei — przyspieszają tempo eutrofizacji.

W świetle teorii ichtioeutrofizacji, rybackie przeciwdziałanie procesowi eutrofizacji polega nie na intensyfikacji produkcji rybackiej, lecz na stosowaniu kompleksu zabiegów w celu zachowania pierwotnej struktury zespołu ichtiofauny z preferowaniem ryb drapieżnych.

Tołpyga pstra, Aristichthys nobilis Richardson, 1836

Tołpyga pstra (ryc. 4) występuje naturalnie w wodach południowych Chin. Do Polski sprowadzona została w połowie lat sześćdziesiątych. Należy do podrodziny Hypophthalmichthinae. Jest blisko spokrewniona z tołpygą białą. Różni się od tej ostatniej zarówno szeregiem cech morfologicznych, jak i rodzajem pobieranego pokarmu oraz zwykle szybszym tempem wzrostu. Jest ciemniej ubarwiona niż tołpyga biała, posiada większą głowę w stosunku do długości ciała i ostra krawędź brzusznej strony ciała (tzw. stępka lub kil) ciągnie się u niej tylko od nasady płetw brzusznych do odbytu. U tołpygi białej ta ostra krawędź jest już widoczna bezpośrednio za głową.

Ryc. 4. Tołpyga pstra, Aristichthys nobilis Richardson

Sieć filtrująca aparatu skrzelowego jest również rzadsza u tego gatunku niż u tołpygi białej. Odstęp między wyrostkami filtrującymi wynosi od 20 do 60 μm (Voropajev, 1968), brak jest również poprzecznych połączeń między wyrostkami. Te różnice anatomiczne powodują różnice w składzie pobieranego pokarmu. Jak widać z ryc. 5, udział zooplanktonu w pokarmie tołpygi pstrej jest znacznie większy niż u tołpygi białej. Gdy w zagęszczonych obsadach lub w polikulturze z tołpygą pstrą fitoplankton dominował w pokarmie tołpygi białej, to zooplankton stale był zasadniczym elementem pokarmu tołpygi pstrej. Co więcej, oba gatunki różnią się znacznie jeśli chodzi o skład zjadanego zooplanktonu. Widać to dobrze na przykładzie pokazującym skład zooplanktonu w pokarmie obu gatunków z tych samych stawów (ryc. 6). Podczas gdy tołpyga biała zjadała głównie wrotki oraz drobne skorupiaki (Bosmina longirostris), w pokarmie tołpygi pstrej przeważały duże Cladocera i Copepoda oraz larwy owadów wodnych. Pod tym względem pokarm tołpygi pstrej jest znacznie bardziej zbliżony do karpia. Trzeba również wspomnieć, że tołpyga pstra pobiera również paszę sztuczną zadawaną do stawów karpiowych.

Tołpyga pstra osiąga duże rozmiary ciała i jest rybą długo żyjącą. W Chinach osobniki o masie 35-40 kg nie należą do rzadkości. W jeziorach Polski roczne przyrosty tej ryby mogą przekraczać nawet 2 kg. Po 10 roku życia tempo wzrostu maleje. W jeziorach mazurskich tołpyga pstra dożywa do 17 roku życia. Śmiertelność nasila się jednak po 13 roku życia (Krzywosz i Białokoz, 1985). W stawach może osiągać w cyklu trzyletnim masy jednostkowe 0,5-1 kg.

Ryc. 5. : Średni udział zoo- i fitoplanktonu w pokarmie tołpygi białej i tołpygi pstrej w stawach (wg Opuszyńskiego, 1981). Sc — tołpyga biała, Bh — tołpyga pstra; 1, 5, 3 — zagęszczenie ryb w tys. osobników/ha. Pola czarne — zooplankton. Wielkość kół proporcjonalna do całkowitej masy pokarmu w przewodach pokarmowychryb. Masy te podano w mg poniżej kół

Ryc. 6. Skład procentowy zooplanktonu w pokarmie tołpygi białej i pstrej chowanych wspólnie w stawach (średnia z trzech stawów). Wg Opuszyńskiego, 1981.
1 — Cladocera (bez Bosmina), 2 — Bosmina longirostris, 3 — Copepoda, 4 — Rotatoria, 5 — inne

Szybkie tempo wzrostu tej ryby było powodem, że praktyka rybacka przedkładała ją nad tołpygę białą jeśli chodzi o chów stawowy. Ten niesłuszny pogląd rybaków stawowych utrzymuje się i do dzisiaj. Jako argumentu używa się twierdzenia, że tołpyga pstra pozwala uzyskać wyższą produkcję dodatkową z jednostki powierzchni stawu. W warunkach produkcyjnych, przy dużej zmienności wyników od stawu do stawu i przy dużych wahaniach produkcji z roku na rok, trudno jest jednak ocenić jak wpływa dodatkowa produkcja tołpygi na produkcję karpia. Jak jednak wykazały badania (Opuszyński, 1981), wzrost produkcji, dzięki tołpydze pstrej, może być często pozorny, gdyż konkurując z karpiem o pokarm obniża ona produkcję tego gatunku. Dodatkowym czynnikiem mogącym wpływać niekorzystnie na wyniki ekonomiczne jest zjadanie przez tołpygę pstrą paszy zadawanej karpiom. Dlatego tołpyga pstra powinna być chowana w stawach karpiowych na znacznie mniejszą skalę niż tołpyga biała. Może być ona zalecana do zarybiania stawów szczególnie obfitujących w plankton zwierzęcy. Taka sytuacja może występować, gdy stawy są nawożone ściekami bogatymi w substancję organiczną.

Co do zarybiania jezior tołpygą pstrą, to aktualne są tutaj wszystkie uwagi zrobione na ten temat przy omawianiu tołpygi białej. Zalecana jest jeszcze większa ostrożność, gdyż tołpyga pstra może wywierać znacznie większy wpływ niż tołpyga biała na środowisko jeziorowe. Oba gatunki tołpyg nie są obiektem zainteresowań wędkarzy, ponieważ z racji sposobu odżywiania nie udaje się ich poławiać na wędkę.Połowy gospodarcze najlepiej jest prowadzić sprzętem ciągnionym (przywloką lub niewód) w okresie zimowym, gdy aktywność obu gatunków jest mniejsza. Wtedy zmniejsza się szansa ucieczki ryb w wyniku długich skoków wykonywanych ponad skrzydłami sieci.

Amur biały, Ctenopharyngodon idella (Valenciennes, 1844)

Amur biały (ryc. 7) należy do podrodziny Leuciscinae. Zamieszkuje wody dorzecza Amuru oraz Chin. Do Polski został sprowadzony w 1964 r. ze Związku Radzieckiego. Sprowadzono go również do wielu innych krajów Europy, do Afryki, Ameryki i Australii. Zainteresowanie amurem białym jest wynikiem tego, że odżywia się on roślinnością naczyniową. Wiąże się z nim nadzieje biologicznej walki z nadmiernym zarastaniem wód, ponieważ zarastanie to stanowi często problem o dużym znaczeniu gospodarczym.

Początkowym pokarmem amura, podobnie zresztą jak tołpygi białej i pstrej, są organizmy zwierzęce. Pierwszym pokarmem są wrotki i drobne skorupiaki planktonowe, następnie większe formy skorupiaków oraz larwy Chironomidae i innych owadów wodnych. Pokarmem narybku o długości powyżej 30 mm stają się głównie makrofity (Nikolski, 1956; Opuszyński, 1969). Oczywiście, wraz z liśćmi i łodygami roślin dostaje się do przewodów pokarmowych ryb cała żyjąca tam flora i fauna: glony, wrotki, larwy Chironomidae, skąposzczety i inne organizmy wodne. Jednak ich liczba, a tym bardziej biomasa, jest znikoma w porównaniu z biomasą makrofitów. Wraz ze wzrostem amura zmienia się rodzaj zjadanego pokarmu roślinnego. Początkowo odżywia się on glonami nitkowatymi, mchami, ramienicami i drobnymi gatunkami flory kwiatowej, takimi jak rzęsy, rdestnice i moczarka kanadyjska. Ryby większe, począwszy od ciężaru ponad 250 g, zjadają także florę twardą, jak  np. oczeret jeziorny, strzałkę wodną, liście i młode pędy trzciny i manny mielec.

Wzrost udziału pokarmu roślinnego u ryb większych nie wynika tylko z  łatwiejszego mechanicznego pobierania pokarmu przez te osobniki. Wraz ze wzrostem ryb wzrasta również przyswajalność roślin wodnych. Narybek karmiony roślinnością wodną zjadał znacznie więcej pokarmu w stosunku do ciężaru ciała niż ryby dwuletnie. Jednakże, wzrost dwulatków, wyrażony w procentach ciężaru początkowego, był prawie dwukrotnie większy niż narybku (Opuszyński, 1967). Szybszy wzrost dwulatków wynikał z lepszego przyswajania przez nie pokarmu roślinnego. Współczynniki pokarmowe (ilość g masy pokarmu potrzebnego do przyrostu ryb o 1 g) dla narybku były bardzo wysokie: w temperaturze 22-28°C wynosiły 92 do 78. Współczynniki pokarmowe dla dwulatków były w tych samych temperaturach przeszło dwukrotnie niższe i wynosiły 36 do 35. Jak widać, były one również mniej zmienne pod wpływem temperatury. Nieco niższe współczynniki pokarmowe dla dwulatków otrzymali Werygin i inni (1963). Wynosiły one średnio 30. Ponieważ doświadczenia przeprowadzono w zbiorniku-ochładzalniku elektrowni podmoskiewskiej, temperatura wody była wysoka i wahała się od 30 do 34°C.

Ryc. 7. Amur biały, Ctenopharyngodon idella (Val.)

Wybiórczość pokarmowa amura białego w stosunku do roślinności wodnej ma ważne znaczenie z punktu widzenia wykorzystania tej ryby do zwalczania nadmiernego zarastania wód. Do roślin wodnych najchętniej zjadanych można zaliczyć: moczarkę kanadyjską, rogatek sztywny, rdestnicę grzebieniastą, wywłócznik kłosowy. Co do atrakcyjności dla amura innych gatunków roślin zdania są podzielone. Dotyczy to również twardej roślinności wynurzonej oraz glonów nitkowatych, które często występują masowo i stanowią znaczne utrudnienie w prowadzeniu prawidłowej gospodarki rybackiej i wykorzystaniu zbiorników wodnych do innych celów gospodarczych.

Niektórzy autorzy zaliczają pałkę i trzcinę pospolitą o wysokości powyżej jednego metra do roślin nie zjadanych przez amura (Stroganov, 1963), podczas gdy inni utrzymują (Aliev, 1963; Werygin i inni, 1963), że obie te rośliny są chętnie zjadane. Amur łamie wysoką trzcinę, chwytając za zwisające nad wodą liście, które następnie zjada wraz z najbardziej miękką górną częścią łodygi. Pałka, mniej twarda od trzciny, zostaje złamana u podstawy pędu i po przewróceniu do wody jest zjadana w całości. Taki sam sposób łamania trzciny oraz podobne, jak pałki, zjadanie oczeretu jeziornego przez amury o masie jednostkowej powyżej 1 kg, obserwowano w stawach w Polsce. Jednak nie znaczy to, że te gatunki roślin były przez ryby chętnie zjadane.

Amur biały jest rybą dużą, osiąga bowiem ponad 1 m długości i masę powyżej 30 kg (Nikolski, 1956). W stawach w naszym klimacie rośnie stosunkowo szybko. Zależnie od termiki stawów, zagęszczenia obsad i obfitości odpowiedniej roślinności, narybek może osiągnąć ponad 30 g, dwulatki 250 g, a trzylatki nawet 1 kg. W jeziorach mazurskich dożywa do 15 roku życia. Po 10 roku obserwuje się jednak nasilenie śmiertelności naturalnej (Krzywosz i Białokoz, 1985). W grupach wiekowych IV do X przyrosty roczne mogą dochodzić do 1 kg, a nawet być wyższe. Następnie tempo wzrostu słabnie.

Dotychczasowe badania pozwalają na określenie roli amura białego w gospodarce stawowej w Polsce (Opuszyński, 1969; Wolny, 1970). W przeciwieństwie do tołpygi białej, jest to ryba predysponowana do chowu w stawach płytkich i zarastających, gdzie intensyfikacja produkcji karpia jest utrudniona. Zagęszczenia obsad należy tak dobierać, aby amur nie wyjadł całej roślinności naczyniowej, gdyż wtedy stajesię on konkurentem pokarmowym karpia. Zagęszczenia obsad najlepiej ustalać, kierując się współczynnikami pokarmowymi amura oraz oszacowaną biomasą roślinności w stawach. W ciągu sezonu wyjściowa obsada dwulatków amura o masie 100 kg/ha zjada ponad 7000 kg/ha. Zużycie roślinności zielonej na 1 kg obsady wyjściowej może więc przekroczyć 70 kg.

Omówienia wymaga zużycie paszy sztucznej przy zarybianiu stawów karpiowych amurem. Amur zjada paszę zadawaną karpiom. Jednak przy dostępności roślinności zielonej, udział paszy w pokarmie jest mniejszy niż tej roślinności (ryc. 2). Co ważniejsze, dodatkowa obsada amura nie powoduje wzrostu zużycia paszy na produkcję karpia. Jedną z przyczyn jest wzrost wydajności naturalnej stawów, gdyż w wyniku działalności amura dostaje się do środowiska duża ilość dokładnie rozdrobnionej i jedynie częściowo strawionej masy roślinnej. Ponadto, odchody amura w postaci „granulatów” składających się z paszy pomieszanej z roślinnością są zjadane przez karpie.

W przeciwieństwie do stawów, ostrożnie trzeba podejść do zarybiania jezior amurem. Znane są przypadki, gdy nadmierne zarybienie amurem doprowadziło do całkowitego zniszczenia zespołu roślinności naczyniowej, a następnie degradacji jezior. Otwartą pozostaje jednak i sprawa korzyści gospodarczych przy stosowaniu obsad umiarkowanych. Jedni autorzy uważają, że w jeziorach naturalnych amur biały, jest cennym uzupełnieniem naszej rodzimej ichtiofauny (Ryby słodkowodne Polski, 1986). Inni, jak np. Mastyński i inni (1987),  na podstawie materiałów zebranych z 37 jezior Wielkopolski, oceniają jednoznacznie negatywnie wyniki gospodarcze zarybiania amurem. Problem ten wymaga więc dalszych badań. Należy jeszcze zaznaczyć, że w przeciwieństwie do obu gatunków tołpyg, które nie łowią się na wędkę, amur biały jest atrakcyjnym obiektem wędkarstwa.

Amur biały może być skutecznie wykorzystany do walki z zarastaniem takich wód, jak różnego rodzaju kanały komunikacyjne i melioracyjne, stawy parkowe, zarastające jeziora typu stawowego, czy też zbiorniki-ochładzalniki elektrowni cieplnych. Amur niszczy znacznie więcej roślinności aniżeli sam jej zjada. Na przykład ryba ta odrywa energicznymi ruchami pędy manny mielec przy samym dnie, zjada tylko kilkunastocentymetrowe odcinki bezpośrednio wyrastające z kłączy, a resztę pędu wypluwa (Wolny 1969). Odwrotnie rzecz ma się ze zjadaniem ponikła igłowatego (Heleocharis acicularis). Ta pospolita w płytkich wodach roślina ma słabo rozwinięty system korzeniowy. Amur chwyta za czubki roślin, odrywa je od podłoża i zjada tylko szczytowe odcinki. W Polsce zebrano dotychczas stosunkowo skromne doświadczenie z wykorzystaniem amura białego dla przeciwdziałania zarastaniu wód. Obiecujące wyniki uzyskano w stosunkowo chłodnym klimacie Holandii (Riemens, 1982), a doskonałe w subtropikalnym klimacie Florydy (USA). W tym ostatnim miejscu, ponieważ zachodzi obawa naturalnego rozrodu amura, można używać do zarybień tylko sterylnych triploidów, uzyskanych w wyniku manipulacji genetycznych (Shireman i Lindberg, 1985).

 Summary

Asiatic herbivorous fish: silver carp, Hypophthalmichthys molitrix, bighead carp, Aristichthys nobilis, and grass carp, Ctenopharyngodon idella were introduced into Polish inland waters about 25 years ago.

These fish species, despite their unlikely natural reproduction here, aroused a wide interest due to their commercial importance, especially as the pond culture fishes. However, there are still many contrary opinions about these fish among professional zoologists, ecologists and fishermen. The paper deals with the biology, ecology and commercial prospects of Asiatic herbivorous fish and their impact on water environment and biocoenosis with special attention paid to the eutrophication process.

Literatura

Aliev, D. S., 1963: Opyt ispolzovanija amura dla borby s zarastaniem vodoemov.Prob. ryb. ispol. rastitelnojadnych ryb v vod. SSSR. Ašchabad, 203-208.

Borucki, E., W., 1950: Materiały po pitaniju belogo tolstolobika Hypophthalmichthys molitrix Val. v basseinie Amura.  Trudy Amur. Ichtiol. Ekspedicji, 1945-1949, t. III, Moskva 505-511.

Borucki, E., W., 1973: Pitanie belogo (Hypophthalmichthys molitrix Val.) i pestrogo (Aristichthys nobilis Rich.) tolstolobikov v estestvennych vodojemach i prudach SSSR (W: Trofologija vodnych životnych. Ed. G. W. Nikolskij, P. L. Pirožnikov). Izd. Nauka, Moskva, 299-322.

Kajak, Z., Spodniewska, I., Wiśniewski, R., J., 1977: Studies on food selectivity of silver carp, Hypophthalmichthys molitrix (Val.), Ekol. pol., 25: 227-239.

Krzywosz, T.. Białokoz, W., 1985: Ryby roślinożerne w jeziorach. Gosp. rybna, 9: 5-8.

Mastyński, J., Małecki, J., Iwaszkiewicz, M.. 1987: Ryby roślinożerne w jeziorach — perspektywa czy niebezpieczeństwo?, Gosp. rybna, 1: 9-11.

Nikolski, G., W., 1956: Ichtiologia szczegółowa. PWRiL, Warszawa.

Opuszyński, K., 1967: Odżywianie się białego amura (Ctenopharyngodon idella Val.) roślinami wodnymi w warunkach akwaryjnych. Roczn. Nauk roln., H. 90: 453-462.

Opuszyński, K., 1969 : Produkcja ryb roślinożernych (Ctenopharyngodon idella Val. i Hypophthalmichthys molitrix Val.) w stawach karpiowych. Roczn. Nauk roln., H, 91: 221-309.

Opuszyński K., 1978: Wpływ tołpygi białej (Hypophthalmichthys molitrix Val.) na eutrofizację środowiska stawów karpiowych. Cz. VII. Podsumowanie. Roczn. Nauk roln., H. 99: 127-151

Opuszyński, K., 1979a: Silver carp, Hypophthalmichthys molitrix (Val.) in carp ponds. I. Fishery production and food relations. Ekol. pol., 27: 71-92.

Opuszyński, K., 1979b: Silver carp, Hypophthalmichthys  molitrix (Val.) in carp ponds. Influence on ecosystem. Ekol. pol., 27: 117-133.

Opuszyński, K., 1980: The role of fishery management in counteracting eutrophication processes. Developments in Hydrobiology, 2: 263-269.

Opuszyński, K., 1981: Comparison of the usefulness of the silver carp and the bighead carp as additional fish in carp ponds. Aąuaculture, 25: 223-233.

Opuszyński, K., 1987: Sprzężenie zwrotne między procesem eutrofizacji a zmianami zespołu ryb. Teoria ichtioeutrofizacji. Wiad. ekol., 33, 1: 21-30.

Piotrowska-Opuszyńska, W., 1984: Impact of the silver carp (Hypophthalmichthys molitrix Val.) on the ecosystem of carp ponds. Ekol. pol., 32: 307- 339.

Riemens, R., G., 1982: The result of grass carp stocking for weed control in the Netherlands, 2nd International Symposium on Herbivorous Fish, Novi Sad, 1-8.

Ryby słodkowodne Polski (Ed. M., Brylińska), 1986. PWN, Warszawa.

Sawina, R., A., 1965a: Flitracionnoe pitanie belogo tolstolobika. Vop. Ichtiol., 5: 135-140.

Sawina, R., A., 1965b: Pitanie i rost belogo tolstolobika v prudach. Vop. Prud. Ryb., 13: 47-54.

Stroganov, N., S., 1963: Izbiratelnaja sposobnost amurov k pišče. Prob. ryb. ispol. rastitielnojadnych ryb v vodoemach SSSR. Ašchabad: 181-191.

Shireman, J., V., Lindberg, W., J., 1985: A first look at Florida aquaculture. University of Florida, Gainesville, Circular, 702: 1-19.

Werygin, B., W., Nguen Wiet, Nguen Dong, 1963: Materiały po izbiratelnosti v pišče i sutocnom racionam belogo amura. Prob. ryb. ispol. rastitielnojadnych ryb v vod. SSSR. Ašchabad: 192-194.

Wolny, P., 1970: Wpływ czynników intensyfikacji na wzrost, przeżywalność i zwiększenie produkcji 3 gatunków ryb roślinożernych. Rocz. Nauk Roln., H, 92 : 97-119.

Voropajev, N., V., 1968: Morfologičeskije priznaki, pitanije i nekotoryje rybovodnyje pokaziteli tolstolobikov i ich gibridov.[W:] Novyje issledovanija po ekologii i razvedeniju rastitelnojadnych ryb. Nauka, Moskva: 206-217.

Wpłynęło 21 VI 1988

 

Linki:

http://www.iop.krakow.pl/gatunkiobce/default.asp?nazwa=opis&id=92&je=pl

http://www.iop.krakow.pl/gatunkiobce/default.asp?nazwa=opis&id=94&je=pl

http://www.iop.krakow.pl/gatunkiobce/default.asp?nazwa=opis&id=96&je=pl

http://www.iop.krakow.pl/ias/Gatunek.aspx?spID=203

http://www.iop.krakow.pl/ias/Gatunek.aspx?spID=207

http://www.iop.krakow.pl/ias/Gatunek.aspx?spID=208
http://www.warszawa.rzgw.gov.pl/upload/browser/_Admin/Edukacja/Ryba%20S%C5%82odkowodna%20.pdf

2013/01/27 | Supplementum

Suplement XXXVI

Przegląd zoologiczny, XXIV, z. 4 (1980), s. 447-456

Niezwykły rozród „ryb jednorocznych”
Unusual reproduction of annual fishes

AURELIA PAWŁOWSKA-INDYK

– 447 –

W początkach naszego stulecia odkryto na obszarach tropikalnej Afryki i Ameryki Południowej grupę ryb żyjących w bardzo małych zbiornikach. Zbiorniki te w suchej porze roku całkowicie wysychają, a z nastaniem pory deszczowej znów wypełniają się wodą. Ryby te należą do rodziny Cyprinodontidae podrodziny Rivulinae. Dorosłe osobniki są niewielkich rozmiarów, np. Austrofundulus myersi 50-80 mm długości. Zaznacza się u nich dymorfizm płciowy; samce są mniejsze od samic i jaskrawiej ubarwione. Dojrzałość płciową uzyskują w wieku 6-8 tygodni po wylęgu, a więc wcześniej niż większość innych Teleostei. Po osiągnięciu dojrzałości płciowej zaczyna się okres tarła, który trwa dopóty, dopóki procesy starzenia lub śmierć osobników nie przerwą tego procesu. Dzienna porcja jaj uzyskanych od jednej samicy w warunkach laboratoryjnych wynosi 100-200. Jak widać, charakteryzują się one wysokimi możliwościami rozrodczymi.

W odróżnieniu od szeregu innych ryb żyjących w czasowo wysychających zbiornikach, jak Protopterus, Lepidosiren czy niektórych piskorzowatych, które przeżywają suchą porę zagrzebane w mule, wszystkie osobniki zarówno dorosłe, jak i młode podrodziny Rivulinae w tym okresie giną. Populacja przez długie okresy trwa tylko w postaci jaj zagrzebanych w mule. W okresie następnej pory deszczowej jaja odżywają i rozwijają się. Powstają z larwy, a następnie dorosłe osobniki, które po osiągnięciu dojrzałości płciowej przystępują do rozrodu i cykl się zamyka. Stąd nazwano je rybami rocznymi (annual fishes, ryc. 1).

Warunki środowiska, w jakich zachodzi rozwój Rivulinae, charakteryzują się gwałtownymi wahaniami czynników zewnętrznych. Po złożeniu ikry w ilaste dno dostaje się ona w  środowisko, które prawie całkowicie pozbawione jest tlenu (z powodu gnijących na dnie szczątków roślinnych), a zawiera dużą ilość CO2. W następstwie wyparowywania zwiększa się zawartość soli i gwałtownie wzrasta twardość wody. Temperatura w zbiornikach zamieszkałych przez przedstawicieli podrodziny Rivulinae także waha się w szerokich granicach. Dla przy-

– 448 –

Ryc. 1. Cykl życiowy Austrofundulus myersi Dahl.

1 — tarło ryb przez okres kilku miesięcy; 2 — składanie jaj w błotniste podłoże; 3 — wyparowywanie wody ze środowiska, dorosłe ryby giną, jaja przeżywają w glebie; 4 — z nadejściem sezonu deszczowego środowisko napełnia się wodą — część jaj wylęga się; 5 — szybki wzrost larw i młodych; 6 — przedwczesne osiągnięcie dojrzałości płciowe. Krótko potem zaczyna się tarło (wg Wourmsa, 1972b)

 kładu w małych zbiornikach pampasów Argentyny, gdzie występuje jeden z przedstawicieli tej podrodziny (Cynolebias nigripinnis), temperatura waha się od 8 do 35°C (Avni, Soin, 1974). Takie ostre zmiany warunków środowiska zachodzą z początkiem wysychania zbiornika. W tych warunkach ikrę ochrania od prostopadle padających promieni słonecznych jedynie gruba warstwa podsuszonego mułu zawierającego resztki wilgoci. W czasie wysychania zbiornika zmniejsza się ilość CO2 w glebie, a wzrasta zawartość tlenu. Z nastaniem pory deszczowej, dzięki wznowionym procesom gnicia w przydennych warstwach wody znów szybko spada koncentracja tlenu, a zwiększa się zawartość CO2. W tym czasie zmienia się również twardość i kwasowość wody. Nic więc dziwnego, że w tak zmiennych warunkach bytowania w

– 449 –

… Ikra tych ryb — ma grube osłonki o specjalnej strukturze, które chronią jajo nie tylko przed nadmierną utratą wody przez parowanie, ale i są bardzo wytrzymałe na ucisk mechaniczny. Warstewka mułu pokrywająca osłonkę jest dodatkowym zabezpieczeniem jaja przed wysychaniem. Najbardziej swoistym przystosowaniem jest występowanie diapauzy w określonych stadiach rozwoju zarodkowego.

Diapauza I występuje w stadium, w którym proces epibolii jest zakończony i cała kula żółtkowa jest pokryta periblastem i warstwą pokrywową, a wewnętrzne, ameboidalne blastomery są luźno rozproszone między obu tymi warstwami (stadium 20 dla Austrofundulus myersi;…

… Diapauza II występuje w stadium 38 somitów (stadium 33 dla A. myersi; Wourms, 1972a). …

– 450 –

mieszczą się w pewnych granicach. Jeśli granica ta zostanie przekroczona, rozwój staje się zaburzony lub kończy się śmiercią. I tak stało się prawdopodobnie w przypadku większości podejmowanych eksperymentów. Nieszkodliwe dla  zarodka zatrzymanie rozwoju może występować tylko wtedy, kiedy rozwój zostaje odpowiednio zmodyfikowany. Może to zajść np. przez modyfikację określonego etapu rozwojowego lub dodanie stadiów, w których staje się  możliwe zatrzymanie rozwoju

Przerwa w rozwoju ryb jednorocznych jest typowym przykładem diapauzy, a więc morfologiczno-fizjologiczną modyfikacją rozwoju. Fizjologiczna modyfikacja mechanizmów kontroli rozwoju pozwala na to, że jaja albo rozwijają się w sposób ciągły lub też przechodzą przez okres przedłużonej przerwy.

U wszystkich przedstawicieli podrodziny Rivulinae, diapauza III jest obligatoryczna, II obligatoryczna lub fakultatywna, a I fakultatywna. Populacja może zawierać osobniki, które przeszły przez wszystkie diapauzy, lecz również takie, u których nie wystąpiła żadna z nich (escape eggs). Obie drogi rozwoju są prawidłowe (ryc. 2). Krzywa A obrazuje szybkość rozwoju Fundulus heteroclitus. Jego rozwój przebiega w sposób ciągły (10 dni w temperaturze 20°C) od zapłodnienia do wylęgu. Krzywa B przedstawia szybkość rozwoju nie podlegających diapauzie jaj (escape eggs) A. myersi. Jaja te rozwijają się w sposób ciągły w ciągu 40 dni w temperaturze 25°C. Krzywa C przedstawia wzór rozwoju typowych rocznych ryb, który trwa 281 dni w tym 30 dni przypada na diapauzę I, 106 na diapauzę II i 105 na III.

Ryc. 2. Szybkość rozwoju Fundulus i Astrofundulus

A — Fundulus, B — nie podlegające diapauzie Jaja (escape eggs) Austrofundulus, C — diapauzujące jaja Austrofundulus. Przerywana linia oznacza trwanie diapauzy (wg Wourmsa, 1972b)

– 451-

Diapauza ryb jednorocznych, podobnie jak diapauza owadów, jest zjawiskiem ekologicznym. Stadia potencjalnego zahamowania są „zakodowane” w normalnej drodze rozwoju. Fakt, że istnieją subpopulacje jaj gatunków ryb jednorocznych, które nie przechodzą przez diapauzy, jak również to, że występuje rozmaita długość trwania obowiązkowej diapauzy sugerują jednakże, że proces ten u ryb jednorocznych ma bardzo szeroką normę reakcji. Podobnie jest u niektórych owadów, np. Lees (1955) stwierdził, że występowanie i czas trwania diapauzy w rozwoju jedwabnika są również częściowo uzależnione od warunków środowiskowych. Sądzę, że należało oczekiwać takich wyników bowiem zrozumiałe jest, że baza genetyczna tak złożonego zjawiska fizjologicznego, jakim jest diapauza, musi być skomplikowana (poligeny) i musi mieć szeroką normę reakcji — ze względu na ustawicznie zmieniające się warunki środowiskowe.

U owadów, których rozwój cechuje się występowaniem diapauzy, można ją wywołać, stosując różne bodźce środowiskowe, jak np. zróżnicowanie oświetlenia, zimne szoki.

Wszystkie znane przykłady diapauzy ryb jednorocznych wydają się zależeć od warunków środowiska. I tak diapauza I i II występują tylko w przypadku gwałtownych zmian tlenowych i termicznych. Według danych Petersa (1963) diapauzę I można wywołać obniżeniem zawartości tlenu w wodzie. Z badań Wourmsa (1972b) wynika, że diapauza I występowała w temperaturze 15°C, natomiast nie występowała w temperaturze 30°C. Również częściowe odwodnienie może spowodować występowanie diapauzy II.

Nie stwierdzono, aby bezpośrednim czynnikiem wywołującym diapauzę był brak wody. U Nothobranchius guentheri diapauza I wystąpiła zarówno u zarodków rozwijających się w glebie, jak i w wodzie, w temperaturze 25°C, a czas jej trwania był w obu przypadkach podobny (Avni, Soin, 1974). W tym wypadku przedstawiciele podrodziny Rivulinae wyraźnie odróżniają się od bezkręgowców zapadających w stan anabiozy w okresie suszy, u których czas trwania anabiozy jest całkowicie uzależniony od wilgotności otaczającego środowiska (Szmidt, 1955).

Dla normalnego rozwoju ikry ryb jednorocznych bardziej decydujące są warunki tlenowe i temperaturowe. Jak wiadomo również ikra wielu innych ryb, np. jesiotrowatych, łososiowatych, może rozwijać się normalnie przez pewien okres w wilgotnym środowisku; dopiero naruszenie warunków gazowych lub temperaturowych powoduje jej zamieranie, natomiast u przedstawicieli podrodziny Rivulinae przeżycie ikry w takich warunkach umożliwia diapauza.

Sam wyląg wydaje się być procesem bardziej fizjologicznym niż rozwojowym. Obligatoryczna diapauza III mogła powstać w wyniku

– 452 –

nasilenia zjawiska opóźnionego wylęgu występującego u pewnych niejednorocznych Cyprinodontidae i jego utrwalenia w rozwoju ryb jednorocznych. Można założyć taką ewolucyjną kolejność: normalny wyląg, opóźniony wyląg, „odłożony wyląg” (fakultatywna diapauza?) i diapauza III ryb jednorocznych (obligatoryczna) czyli „utrwalony przedłużony wyląg”.

Diapauza przed wylęgiem może fizjologicznie odpowiadać snu letniemu starych afrykańskich ryb dwudysznych, np. Protopterus. A więc diapauza III  ryb jednorocznych może być uważana za rodzaj snu letniego zarodków wchodzących w rozwój postembrionalny. Zatem zarówno u ryb dwudysznych, jak i u zarodków ryb jednorocznych kryptobioza występuje u organizmów całkowicie uformowanych z funkcjonującym w pełni systemem organów.

Jak dotąd, niewiele wiadomo o czynnikach kontrolujących początek i koniec przymusowej diapauzy III. Być może, że fotoperiodyzm odgrywa jakąś rolę w diapauzie annual fishes, ponieważ są przekonywające dowody fotoperiodycznej kontroli diapauzy owadów (Ryan, 1965; Saunders, 1966). Samice owadów poddane warunkom krótkiego dnia i niskiej temperatury produkowały niewiele diapauzujących larw. U owadów również wiek samicy wpływa na czas trwania diapauzy. Im samica starsza tym większa ilość diapauzujących larw (Saunders, 1962).

Znane są prace nad wpływem fotoperiodyzmu na rozród ryb, czyli na aktywność gonad ryb, które normalnie podlegają rocznym cyklom rozrodu (Vasal, Sundararaj, 1976; de Vlaming 1975 i inni). Ryby jednoroczne wydają się nie podlegać tym cyklom, ponieważ są zdolne do rozrodu aż do starości. Są jednak badania wskazujące, że diapauza ryb jednorocznych może występować wtedy, kiedy dorosłe są poddawane warunkom krótkiego dnia (Markofsky, Matias, 1977).

Czy trwałe populacje wodnych organizmów mogą przeżywać w sezonowych zbiornikach wodnych? Możliwość takiego przeżycia opiera się na jednym z dwu sposobów: ucieczka w „przestrzeń” lub w czasie.  Innymi słowy organizmy mogą migrować do bardziej korzystnych środowisk lub mogą zapadać w stan kryptobiozy. Ryby jednoroczne „wybrały” tę drugą możliwość — populacja przeżywa w postaci diapauzujących jaj. Obraz ten komplikuje się jednak przez obecność unikających diapauzy jaj oraz przez występowanie diapauzy o zmiennym czasie trwania.

W środowisku ryb jednorocznych działa wiele nieprzewidywalnych czynników i wiele fałszywych bodźców — jest to środowisko dużego ryzyka dla populacji gatunku. Hipoteza głosząca, że roczne cykle annual fishes pokrywają się z rocznymi cyklami klimatycznymi, tzn. z jednym mokrym i jednym suchym sezonem, jest uproszczona. W rzeczywistości ten roczny cykl klimatyczny nie jest ustalony i nie daje

– 454 –

Ryc. 3.  Efekt zwielokrotnienia w rozwoju ryb jednorocznych

F — zapłodnienie, A — stadium 20, B — stadium 33, C — stadium 43 (stadia rozwoju Austrofundulus myersi; Wourms, 1972a); H2 H3 itd. — całkowity czas rozwoju od zapłodnienia do wylęgu dla każdej grupy; DI, DII, DIII — zmienny czas trwania odpowiednio diapauzy I, II, III; a — czas rozwoju od stadium 1-20, b — czas rozwoju od stadium 20-33,  c — czas rozwoju od stadium  33-43, d — czas rozwoju od stadium 43-44. a, b, c, d są potraktowane jako wartości stałe (wg Wourmsa, 1972b)

populacji jaj tego samego wieku poszczególne jaja różnią się znacznie wymaganym czasem rozwoju, 2. w każdym momencie rozwoju obecnych będzie wiele różnych stadiów rozwoju. Jest to forma rozwojowego polimorfizmu. Populacja jest utrzymana dzięki temu, że zawsze istnieje określona część jaj,  które wylęgają się w sprzyjających okolicznościach i przeżywają do rozrodu. Subpopulacja „escape eggs” ma wartość dla przeżywania populacji tylko wtedy, jeśli środowisko przez cały czas rozwoju (6 miesięcy) było wysycone wodą. Tak więc ciągłość populacji zostaje zachowana mimo kataklizmów ekologicznych.

Nie ma jeszcze odpowiedzi na pytania: do jakiego stopnia jajo może być odwodnione bez wywołania zaburzeń żywotności i czy typ jaj składanych przez samicę jest uwarunkowany środowiskowo, oraz czy skład populacji jaj zmienia się w zależności od wieku matki.

Swoiste warunki tarła, jak i istotne zmiany, które zaszły w związku z tym w charakterze rozwoju zarodków podrodziny Rivulinae, dają podstawę do wydzielenia tych ryb w specjalną aridofilną grupę ekologiczną (Gulidov, 1978).

– 455 –

Summary

Annual fishes are a group of cyprinodontid fishes found in temporary bodies of fresh water located in savannah regions and sometimes in forest areas of South America and Africa. These fishes are common only in isolated water holes, swamps, and puddles that dry up seasonally. Complete drying out of aquatic habitat results in the death of all adult and juvenile individuals. The population survives for long periods only in the form of eggs buried in the mud. During the subsequent rainy season, the ponds refill, the eggs hatch, and the larvae rapidly grow to maturity and reproduce. The population in a given location  is permanent in spite of fluctuations in the annual climatic cycle.

Recently, survival of the population in the egg form has been correlated with the unique developmental characteristics of the eggs. The ability of annual fish eggs to undergo multiphase diapause affords the sole means for continued survival of permanent populations.

Literatura

Avni, A. A., Soin, S. G., 1974: Prisposobitelnye osobiennosti embriogeneza notobrancha Nothobranchius guentheri (Pfeffer) v sviazi s obitaniem v tropičeskich vremienno peresichajuščich vodoemach. Vopr. Ichtiol., 14: 846-858.

Blaxter, J. H. S., 1969: Development: Eggs and Larvae. Fisch Physiology. Vol. 3. W. S. Hoar and D. J. Randall, eds. Academic Press, New York, 177-252.

de Vlaming, V. L., 1975: Effects of photoperiod and temperature on the gonadal activity in the cyprinid fish Notemigonus crysoleucas. Biol. Bull., 148: 402-415.

Gulidov, M. V., 1968: Nekotorye osobiennosti embrionalnego razvitia ryb vremienno peresychajuščich tropičeskich vodoemov. Morfo-Ekolog. Issledovania Rozvitia Ryb, Nauka: 136-141.

Holiday, F. G. T., 1969: The effects of salinity on the eggs and larvae of teleosts. Fish Physiology. Vol. 1. W. S. Hoar and D. J. Randall, eds. Academic Press, New York, 293-311.

Lees, A. D., 1955: The Physiology of Diapause in Arthropods. Cambridge Univ. Press, Cambridge, 151 pp.

Markofsky, J., Matias, J. R., 1977: The effects of temperature and season of collection on the onset and duration of diapause in embryos of the annual fish Nothobranchius guentheri. J. Exp. Zool., 202 : 49-96.

Peters, N., 1963: Embryonale Anpassungen oviparer Zahnkarpfen aus periodisch austrocknenden Gewässern. Int. Rev. ges. Hydrobiol., 48: 257-313.

Ryan, R. B., 1965: Maternal influence on diapause in a parasitic insect Coeloides brunneri Vier. (Hymenoptero: Braconidae). J. Insect Physiol., 11: 1331-1336.

Saunders, D. S., 1962: The effect on the age of female Nasonia vitripennis (Walker) (Hymenoptera, Pteromalidae) upon the incidence of larval diapause. J. Insect Physiol., 8: 309-318.

Saunders, D. S., 1966: Larval diapause of maternal origin. II. The effect of photoperiod and temperature on Nasonia vitripennis. J. Insect Physiol., 12: 569-581.

Schmidt, P. U., 1955: Anabios. Izd. AN ZSRR.

Vasal, S., Sundararaj, B. I., 1976: Response of the ovary in the catfish Heteropneustes fossilis (Bloch) to various combinations of photoperiod and temperature. J. Exp. Zool., 197: 247-264.

– 456 –

Wourms J. P. (1972a). The developmental biology of annual fishes I. Stages in the normal development of Austrofundulus myersi Dahl. J. Exp. Zool. 182, 143-167.

Wourms J. P. (1972b). The developmental biology of annual fishes. II. Naturally occurring dispersion and reaggregation of blastomers during the development of annual fish eggs. J. Exp. Zool. 182, 169-200.

Wourms J. P. (1972c). The developmental biology of annual fishes III. Pre-embryonic and embryonic diapause of variable duration in the eggs of annual fishes. J. Exp. Zool. 182, 389-414.

Linki:

http://www.sdbonline.org/2008ShortCourse/BEROIS%20Lecture.pdf

http://www.laylinegenomics.com/download/furzeri/Nothoreview.pdf

http://kopalniawiedzy.pl/Austrofundulus-limnaeus-karpiencoksztaltne-szczupienczykowate-Wenezuela-metabolizm-beztlenowy-przemiana-materii-mleczany-Jason-Podrabsky,2869

http://www.google.pl/search?hl=pl&tbo=p&tbm=bks&q=Austrofundulus+myersi&num=10#hl=pl&tbo=d&tbm=bks&q=editions:PK-K_au0obsC&sa=X&ei=VPQDUYbHK62L4gT854DADg&ved=0CDUQmBYwAA&bav=on.2,or.r_gc.r_pw.r_qf.&bvm=bv.41524429,d.bGE&fp=167798e073e4f666&biw=1680&bih=911

http://books.google.pl/books?id=FyehAR6hsUUC&pg=PA412&dq=Austrofundulus+myersi++++++++++++++++++annual&hl=pl&sa=X&ei=7PYDUbmiC-SH4gS8hYEo&ved=0CDQQ6AEwAQ#v=onepage&q=Austrofundulus myersi

2013/01/26 | Supplementum

Suplement XXXV

Przegląd zoologiczny 1960, IV, 2, s. 118- 121

 

Fizjologia organów świetlnych u ryb
Physiology of light-organs in Fishes

BARBARA KAMYKÓWNA

Zdolność świecenia przez ciało może być typu fluorescencyjnego, fosforescencyjnego lub luminiscencyjnego. Fluorescencją nazywamy własność świecenia pewnych ciał (np. fluorku wapnia, fluoresceiny) w ciemności pod wpływem naświetlania promieniami X lub promieniami ultrafioletowymi. Ciała te mają zdolność transformowania promieniowania niewidzialnego, o małej długości fal, w promieniowanie widzialne, o dłuższej długości fal.

Z fosforescencją mamy do czynienia wówczas, gdy ciało świeci dłużej niż trwało naświetlanie go promieniami niewidzialnymi. Taką własnością odznaczają się np. siarczany zanieczyszczone cynkiem, wapniem.

Zdolność wysyłania światła przez niektóre organizmy żywe jest typu luminiscencyjnego, zwanego bioluminiscencją. Z funkcją świecenia spotykamy się tak w świecie roślinnym, jak i zwierzęcym. Zwierzęta świecące spotkać można na różnych szczeblach. I tak u Protozoa świeci Noctiluca; u Coelenterata: Pelagia, Gorgonia, Pennantula, Izis, Beröe, Cestus; u Echinodermata: Ophiura; u Annelida: Chaetopterus, Microscolex; u Crustacea: Euphasia, Stylocheiron; u Insecta: Lampyris, Luciola, Pyrophorus; u Myriapoda: Orya, Geophilus; u Mollusca: Pholas, Histiotenthis, Heterothentis; u Tunicata; Parosoma; u Vertebrata: niektóre ryby.

Wysyłane przez ryby światło jest zimne: energia cieplna zajmuje w tym procesie tylko 1%. Jest to światło polichromatyczne o długościach fal leżących w zakresie barw niebieskich i żółtych. Brak w nim promieniowania czerwonego i podczerwonego oraz fioletowego i nadfioletowego. Za inne obserwowane barwy odpowiedzialny jest reflektor. Maurolicus pennanti wysyła światło żółte, żółtozielone lub niebieskie (wg Mangolda) albo czerwone lub fioletowe (wg Brauera). Czerwone światło emituje Yarrella, fioletowe Argyropelecus, pomarańczowe Bathytroctes. Ryciny barwne niektórych ryb świecących podał w r. 1930 Norman.

Niezależnie od faktu, że emisja światła ryb obejmuje promieniowanie o ograniczonej długości fali, wysyłane światło podlega normalnym prawom fizycznym, a więc może być odbite, załamane i spolaryzowane.

Intensywność wysyłanego światła jest różna. U Anomalops i Photoblepharon promieniowanie jest na tyle silne, że adaptowany do ciemności obserwator może odczytać godzinę na zegarku oddalonym od fotoforów o 2 m. W r. 1949 Bertelsen i  Grentved fotografowali Argyropelecus przy jego własnym świetle (czas ekspozycji 1/20 min.). Badacze ci stwierdzili ponadto, że do zdjęć lepiej nadawało się światło z soczewki niż z reflektora. Czas świecenia jest różny. Z tego punktu widzenia ryby świecące można podzielić na dwie grupy: jedna to gatunki wysyłające spontanicznie światło ciągłe, druga obejmuje gatunki świecące pod wpływem różnych bodźców światłem przerywanym.

Światło spontaniczne i trwałe, wysyłane w dzień i nocy przez wiele godzin, produkują: Anomalops, Photoblepharon, Monocentris, Equula, Acropoma (prace Steche, Harveya, Yasaki, Harmsa i Hamedy). Światło to utrzymuje się nawet w izolowanym organie świetlnym, o czym od dawna wiedzą tubylcy z Morza Banda i co wykorzystują w czasie połowów.

Światło prowokowane i przerywane wysyłają: Porichthys, Echiostoma, Scopelus, Astronesthes, Argyropelecus, Spinax i Eumopterus (prace Greena, Günthera, Reinhardta, Grassiego, Beera i Oschimy). Wszyscy autorzy są zgodni że świecenie u tych gatunków ustaje wraz ze śmiercią zwierzęcia. Emisja światła u tych ryb nie jest spontaniczna, ale jest zawsze odpowiedzią na uprzednie podrażnienie. Przeprowadzono wiele eksperymentów, w których ustalono, że mogą to być bodźce mechaniczne, fizyczne i chemiczne.

Zdolność reagowania na bodźce mechaniczne jest różna. I tak Ochschima wywołał emisję światła u Entemopterus przez drażnienie mechaniczne, natomiast nie udało się to Beerowi w doświadczeniach nad Spinax. Mangold poruszał nieruchomego lub pływającego Maurolicus i obserwował tylko bardzo słabe świecenie.

Silną natomiast emisję otrzymywał tenże autor przez silne dotykanie pincetą ryby leżącej na płytce szklanej. Mało skuteczne okazały się bodźce mechaniczne u Porichthys (prace Greena). Świecenie u tej ryby wywoływało jedynie tarcie ręką bezpośrednio organu świecącego. Bodźce fizyczne w postaci drażnienia prądem elektrycznym, stosowane przez wielu badaczy, wywołują zawsze emisję światła. Nie reagująca na bodźce mechaniczne Spinax pod wpływem prądu elektrycznego świeci (prace Beera). Mangold zmuszał do świecenia Maurolicus przy pomocy drażnienia elekrodami aparatu tetanizującego. Green stwierdził, że u Porichthys działa tylko silny prąd indukcyjny. Używając prądu tetanizującego w czasie 2-3 sek. otrzymywał on po okresie latencji trwającym 8-10 sek. emisję światła, osiągającą swój punkt szczytowy po 15 sek., która powoli w 20 – 25 sek. wygasała. Jako bodźców chemicznych używano różnych substancji. Brauer podaje, że ryby złapane w czasie wyprawy na statku „Valdiva” mimo licznych organów świetlnych nie świeciły. Dopiero dodanie do wody silnie drażniącego formolu wywoływało emisję światła. Na formol nie reagował jedynie Melanocetus. Mangold w swych badaniach nad Maurolicus używał, zresztą bez efektu, stężonego roztworu NaCl (przez nakraplanie) i umieszczał rybę również w rozcieńczonym H2SO4.

Dodatek pilokarpiny nie wzmacniał świecenia, a atropina nie osłabiała emisji. Natomiast przeniesienie ryby do wody słodkiej wywoływało długotrwałe świecenie. Środowisko wody słodkiej nie miało żadnego efektu u Myctophum (prace Ochschimy). Natomiast zaobserwowano wpływ iniekcji 1% adrenaliny: u Porichthys świecenie trwa ponad godzinę, a u Echiostoma kilka minut.

Nasuwa się pytanie, w jaki sposób dochodzi do świecenia w warunkach normalnych. Wysuwane są trzy koncepcje: jedna o nerwowym charakterze bodźców; druga przyjmuje, że ryby świecą dzięki symbiozie z fotobakteriami; trzecia oddaje rolę kierowniczą wydzielaniu wewnętrznemu. Za pierwszym ujęciem wypowiedział się Mangold, który uważa, że ma tu miejsce reflektoryczne działanie przekazywane przez nerwy skórne. Brauer stwierdził wnikanie nerwów do wszystkich organów świetlnych tylko u Neoscopelus i Myctophum. Według Ochschimy przerywane świecenie u Myctophum można wytłumaczyć tylko istnieniem kontroli nerwowej.

Zupełnie negatywnie do specyficznego unerwienia organów świetlnych ustosunkowali się Johann (u Spinax), Green (u Porichthys), Okada (u Monocentris) i Steche (u Anomalops). Badacze ci stoją na stanowisku, że u tych ryb wpływ nerwów na wytworzenie światła może być tylko pośredni.

Badania Harveya, Yasaki, Harmsa, Dalgrena oraz Yasaki i Hanedy zwróciły uwagę na fakt występowania u pewnych ryb świecących symbiontycznych fotobakterii. Bakterie te znaleziono w wydzielinie organów świetlnych tylko u tych ryb, które świecą światłem stałym spontanicznie, a więc u Anomalops, Photoblepharon, Monocentris, Equula, Acropoma. Wydzielina tych ryb jest formalnie pożywką bakteryjną, rojącą się od pałeczkowatych bakterii. Zdolność świecenia u tych gatunków dzięki symbiozie z fotobakteriami potwierdziły liczne obserwacje. U tych ryb na ogół ustaje świecenie w warunkach, w których bakterie giną, lub ulegają uszkodzeniu. I tak pod wpływem kwasów lub cytologicznego działania słodkiej wody światło gaśnie. Bakterie świetlne udało się wyosobnić z organu świetlnego i hodować na agarze peptonowym. Warunki optymalne takiej kultury wymagają temperatury 15 – 23°C i pH 6,5 – 9. Jeśli się taką hodowlę przesączy przez filtr porcelanowy, to przesącz nie świeci, silnie natomiast świeci pozostałość, i to tak długo, jak długo żyją bakterie. Te bakterie symbiontyczne, jak się wydaje nie różnią się od innych bakterii świetlnych. Wynikałoby stąd, że mamy tu do czynienia ze zwykłymi fotobakteriami, które żyją w symbiozie z wymienionymi wyżej gatunkami ryb. Harvey na tej na tej podstawie uważa, że u tych ryb funkcją organu świetlnego byłoby nie produkowanie wydzieliny świecącej, ale wydzieliny, która by spełniała warunki pożywki bakteryjnej. Wszystkie te dane oraz wyniki badań nad niektórymi owadami i głowonogami świecącymi, u których również wykryto obecność fotobakterii, skłoniły Pierantnoniego w 1921 r. do uogólnienia, że każdy organ świecący produkuje jedynie pożywkę bakteryjną i że każda emisja światła w żywych organizmach pochodzi od bakterii świecących żyjących na tej pożywce. Wszystkie zaś ziarnistości występujące w komórkach fotogennych to, wg tego autora, właśnie symbiotyczne, świecące mikroorganizmy.

Jednakże tego rodzaju zgeneralizowanie zjawiska świecenia nie wytrzymuje konfrontacji z badaniami Hicklinga z 1925 r., Okady z 1926 r. i Trojana z 1929 r., którzy nie znaleźli bakterii w organach Malacocephalus, Stomias, Chauliodus, Maurolicus i Lychnopoles, mimo że specjalnie ich szukali. Wiele natomiast faktów przemawia za hormonalnym charakterem bodźców wywołujących świecenie. Między innymi przytoczyć trzeba tutaj wpływ podskórnej iniekcji adrenaliny oraz stosunkowo długi okres latencji w czasie drażnienia prądem indukowanym. Większość autorów wiąże funkcję świecenia z czynnością komórek gruczołowych

Jak podałam wyżej, bioluminiscencja jest oksyluminiscencją bez podniesienia temperatury. Produkcja światła wymaga spełnienia czterech warunków: obecności wody, tlenu, ciała utlenionego (luciferyna) i diastazy oksydatywnej (luciferazy). Te dwie ostatnie substancje wykrył i podał ich nazwy Dubois w 1885 r., badając Pholades i Pyrophores. Ostatnio potwierdził te odkrycia na wielu innych gatunkach świecących ryb Harvey. W toku badań ustalono, że luciferyna jest substancją ciepłostałą, rozpuszczalną w alkoholu, nie ulegającą trawieniu przez trypsynę i nie dającą reakcji biuretowej. Jej koloidalny roztwór dializuje. Luciferaza jest substancją termolabilną, nierozpuszczalną w alkoholu, podlegającą trawieniu przez trypsynę, dającą odczyn biuretowy, niedializującą.

Obie substancje są specyficzne dla danego gatunku, Harvey w r. 1940 stwierdził, że luciferyna w środowisku wodnym, w obecności tlenu i małej ilości luciferazy, utlenia się do oksyluciferyny. Reakcji towarzyszy wysyłanie światła. Zwykle reduktazy tkankowe redukują oksyluciferynę z powrotem do luciferyny.

Narzuca się problem miejsca emisji światła w organie świetlnym. Trudno obecnie zadecydować, czy świecenie wydzieliny ma charakter wewnątrz- czy zewnątrzkomórkowy, czy wewnątrz- czy zewnątrzgruczołowy. Promieniowanie świetlne może być produkowane przez komórki fotogeniczne lub ziarnistości czy kropelki wydzieliny znajdujące się w plazmie tych komórek. Mielibyśmy wówczas do czynienia z luminiscencją wewnątrzkomórkową. Jeśli organ świetlny nie posiada kanału wyprowadzającego, świecenie musi być wewnątrzgruczołowe. U takich natomiast ryb, jak Gonostoma elongatum, Neoscopelus, Pediculata, które mają organa świetlne zaopatrzone w ujścia, wydzielina mogłaby się wydostawać na zewnątrz i świecić po zetknięciu się z wodą. Byłby to przykład świecenia zewnątrzgruczołowego. Czy jednak ta wydzielina wydostaje się z organu i czy świeci poza nim, na razie nie można powiedzieć nic decydującego.

Wyjaśnienie tego zagadnienia oraz innych problemów fizjologicznych dotyczących funkcji świecenia czeka na dalsze prace. Badania fizjologiczne muszą się jednak na razie ograniczać do eksperymentów na rybach powierzchniowych, ponieważ tylko te nadają się do hodowli w akwariach.

Summary

The authoress on the base of bibliographic references discusses some new details referring to the physiology of light-organs in Fishes.

Literatura

Bertin, L., 1958: Organes lumineux. Traite de zoologie. P. Grasse. Paris, Masson, 13, 1, 476-479.

Rauther, M., 1927: Die Leuchtorgane, Klassen und Ordnungen des Tierreiches, 6, 1, 155-162.

Zakład Fizjologii Zwierząt Instytutu Zoologicznego
Uniwersytetu Wrocławskiego

2013/01/20 | Supplementum

Suplement XXXIV

Przegląd zoologiczny, XVIII, 1, 1974, s. 126-128
Polskie Towarzystwo Zoologiczne

KRYTYKI I OCENY — REVIEWS

Mały słownik zoologiczny — Ryby. Wiedza Powszechna, 1973. Autorzy: Krystyna Kowalska, Jan Rembiszewski,  Halina Rolik. str. 310

Small Zoological Vocabulary — Fishes, by K. Kowalska, J. Rembiszewski, H. Rolik. Wiedza Powszechna, 1973.

„Mały słownik” jest wydawnictwem bardzo na czasie. Będą z niego korzystać zoologowie zawodowi, względnie osoby związane pracą z naukami biologicznymi, ale zapewne też i duża rzesza miłośników przyrody z wędkarzami na czele. Rozwijające się nasze rybołówstwo morskie stwarza również wiele bodźców do zainteresowania się rybami w tej czy innej formie.

Sama książka opracowana przyjemnie, zawiera szereg cennych informacji z życia ryb, podanych w formie słownikowej. A więc poza krótkimi opisami szeregu gatunków ryb podano opisy większych jednostek systematycznych z uwzględnieniem najważniejszych grup kopalnych. Poza tym w odrębnych hasłach, jakby zbiorczych czy przeglądowych, podano szereg informacji z morfologii, fizjologii oraz biologii ryb. Szkoda tylko, że w haśle „gospodarcze znaczenie ryb” nie podano aktualnych danych ze światowych połowów ryb. Jednym słowem w niewielkiej stosunkowo książeczce dano czytelnikowi szereg informacji, dotyczących ichtiologii w dość szerokim zakresie.

Strona graficzna również dość dobrze się przedstawia, oprócz szeregu rysunków kreskowych, obrazujących pewien procent opisywanych gatunków, podano 32 fotografie ryb na 16 kredowanych tablicach. Jako nowość i swego rodzaju atrakcję stanowi dodatek w postaci pocztówki dźwiękowej z nagranymi głosami ryb oraz karton 6 barwnych przezroczy ryb. Trzeba przyznać, że i Wydawnictwo dołożyło starań dając stosunkowo dobry papier i druk. Całość przedstawia się przyjemnie.

Niestety mam trochę zastrzeżeń pod adresem autorów, głównie z zakresu nazewnictwa. Nasze nazewnictwo ichtiologiczne jest w dobie kształtowania. Wiele okoliczności na to się złożyło i nie tu miejsce na ich wyjaśnianie. Stąd każda szersza praca w tym zakresie kształtuje jednocześnie opinię publiczną. Zależnie od odpowiedzialności autorów i ich zaangażowania w przedmiocie utrwalają się w piśmiennictwie odpowiednie nazwy, lepsze lub gorsze. Dlatego nie jest obojętne jak te sprawy przedstawiają się w ogłaszanych pracach. Dużo zamieszania wywołały ad hoc wprowadzone nazwy, czy pod wpływem ambicji, czy też praktycznej potrzeby. Osobiście jestem zdania, że nie ma potrzeby nazywania każdego gatunku nazwą polską, poza gatunkami mającymi znaczenie w praktyce gospodarczej, w hodowli (akwarystyka), bądź popularyzacji wiedzy ichtiologicznej.

Autorzy omawianej pracy praktycznie nie tworzyli nowego nazewnictwa, poza nielicznymi  przyswojeniami z łaciny (na ogół poprawnie) czy nazewnictwa obcego, ale za to dość bezkrytycznie uwzględnili większość nazw ostatnio spotykanych w literaturze przyrodniczej. Tymczasem w tego rodzaju popularnym i szeroko rozchodzącym się wydawnictwie (nakład 35 tysięcy), należało dać zdecydowanie tylko nazwy pełnowartościowe naukowo, jak i językowo. Powtarzanie szeregu nazw pobocznych (drugie i trzecie), nieraz bardzo względnej wartości, jest niewłaściwe i tylko przyczynia się do zaśmiecania piśmiennictwa. Co innego zebranie ich w wydawnictwie specjalnym analityczno-encyklopedycznym, jak uczynił swego czasu (1898) Erazm Majewski w „Słowniku nazwisk zoologicznych i botanicznych polskich”. Jestem zdania, ze nazwy ryb zapożyczone od zwierząt ssących albo z innych grup należy rozsądnie ale bezwzględnie likwidować.

Owe zające morskie, jeże, psy czy koty morskie są nieporozumieniem. Świadczą o ubóstwie języka naukowego. A to, że istnieją w innych językach wcale nas nie upoważnia do ich używania w nazewnictwie polskim. Autorzy stosują je jednak niejednokrotnie, np. „biały koń”, „lis morski”, „kaczorek”, „orłoryb” i in. Zamiast lisa istnieje dobra nazwa „kosogon”, odzwierciedlająca wygląd tego rekina, a dla orłoryba powszechnie przyjęta „kulbin” jaki rodzina „kulbinowate”. Jedynie „konik morski” ze względu na wygląd jak i długą tradycję zyskuje prawo obywatelstwa, ale lansowałbym nazwę „pławikonik”. W nazewnictwie rodzimym nie można stosować zbyt bezwzględnych kryteriów, trzeba się kierować wyczuciem i operatywnością nazwy.

Po со wprowadzać nazwę „pastinaka” obok pięknej i już ustalonej nazwy „ogończa” dla Dasyatis pastinaca”! Także moim zdaniem zbędna jest nazwa „okoń głębinowy” dla Chiasmodon niger. Nie najszczęśliwsza jest nazwa „okrągłoprzyssawkowate” dla Gyrinocheilidae. Jakoś ta nazwa i zbyt długa  i nie pasuje do ryb, choć mają one przyssawki.

Słuszne jest dążenie do fonetyzowania nazw łacińskich, dla laika i tak będzie to tylko pusty dźwięk, a biologom ułatwia pracę. W wielu przypadkach autorom udało się to dobrze zrobić, ale nie zawsze. Taki „pangazjanodon (Pangasianodon)” nie jest przyjemny dla ucha. Również dla Parasilurus asotus lepsza byłaby nazwa „sum amurski” aniżeli „parasum amurski”, podobnie ma się sprawa z „nibykiełbiami”. Ale Sphyraena spolszczyłbym, i tak się powszechnie pisze „sfyrena” a nie ..świrena” (str. 21). Nazwa „kosatkowate” dla Bagridae brzmi nie najlepiej, postąpiłbym odwrotnie aniżeli Autorzy, pierwszeństwo dałbym „bagrowate”. A już „kosatka skrzypiąca” trochę trąci florą. Po со wprowadzać „pyszczakowce” dla Ceratioidei zamiast ładniejszej i lepiej oddającej ich charakter nazwy „matronice”, gdy jednocześnie stosuje się bardzo zbliżone, ale mało stosowane nazwy jak „paszczak” dla „piotrosza (Zeus)”, „paszczękowate” dla Chiasmodontidae. A już szczytem nieporozumienia jest wprowadzanie nazwy „pilchardy” obok „sardynek” choć istnieje w tym przypadku dużo lepsze wspólne określenie F. Staffa dla trzech rodzajów bardzo bliskich biologicznie — „sardyny” obejmujące rodzaje: Sardina, Sardinella, Sardinops. Tylko dla rodzaju Sardina pozostaje nazwa „sardynka”. Obok powszechnie przyjętej nazwy „piękniczkowate” użycie nazwy „pecylki” dla Poeciliidae jest chyba ukłonem w stronę nieodpowiedzialnego żargonu. Użycie nazwy „platki” dla rodzaju Xiphophorus, mimo pokrewieństwa systematycznego, chyba wprowadza niepotrzebne zamieszanie. Powszechnie akwaryści stosują nazwę „platki” albo „platynki” dla rodzaju Platypoecilius. W ostatnio ukazujących się zestawieniach nazw ryb akwaryjnych (Akwarium 9/10, 14/15) przyjęto nazwę „żółtaczek” dla Etroplus maculatus gdy Autorzy wprowadzają „pielęgniczka indyjska”. Nazwa sama w sobie nie jest zła, choć bardziej ogólna dla Cichlidae — pielęgnice. Po со siać zamieszanie i tak już w dość skomplikowanej sprawie nazewnictwa popularnego.

W opracowaniu nazewnictwa ryb trzeba poważnie liczyć się z dużą rzeszą hodowców akwaryjnych. Tym bardziej, że w miarę upływu czasu liczba ich będzie wzrastać. W przeciwieństwie do nazewnictwa dla potrzeb gospodarczych czy nawet popularnonaukowych, tu trzeba wprowadzić bardziej szczegółowe rozeznanie, nierzadko  do podgatunku a nawet i odmian. Ale z drugiej strony należy dążyć do ich ujednolicenia.

Ponieważ w piśmie akwarystów (Akwarium, nr 9/10, 14/15) było podane dość duże zestawienie i zdaje się nawet ze środowiska autorów, więc trzeba już podtrzymać tę inicjatywę. Tymczasem u autorów spotykamy drobne odchylenia, same w sobie niegroźne, ale też i nie prowadzące do ustalenia nazewnictwa, np. dla Aphyosemion bivittatum jest tam zaproponowana nazwa „proporczykowiec dwupręgi”, w Słowniku „proporczykowiec czerwony” nie mówiąc już o wcześniej wspomnianym żołtaczku oraz szeregu innych.

Uważam też za wręcz niedopuszczalne podawanie nazwy „podusta” dla od dawna ustalonej nazwy „świnka”. Trudno — prawem zasiedzenia muszą pozostać w języku polskim. takie nazwy jak świnka, kózka, choć nie „koza” (str. 102, 103). Skąd autorzy wzięli nazwę „płaszczak” dla Chlamydoselachus, gatunku, który wyjątkowo jak na rekina, ma silnie wydłużone ciało i do tego zupełnie walcowate. Wprowadzenie nazwy obocznej „kapelan” dla gromadnika (Mallotus) chyba jest nieporozumieniem. Nazwę „kapelan” powszechnie stosuje się do dorsza Trisopterus capellanus, którego autorzy oznaczają nieznaną nazwą „doruta”. „Sardynka norweska” jest terminem handlowym dla konserw ze szprota a nie nazwą gatunku.

Nie można wprowadzać nazwy „fląderka” dla „storni” Platichthys flesus (str. 60, 225). Dla Cobitis elongata autorzy zastosowali nazwę „koza największa”, ale со będzie jak ktoś odkryje jeszcze większą?

Dla Hippoglossus hippoglossus lepiej używać nazwy „halibut a. kulbak biały” aniżeli „atlantycki”. Nazwa pierwsza jest w powszechnym użyciu w literaturze i praktyce rybackiej w odróżnieniu od „halibuta niebieskiego” albo „czarnego” Reinhardtius hippoglossoides. Oba gatunki atlantyckie. Pojęcie „łosoś szlachetny” jest czysto handlowym i w tym sensie nazwa ta występuje w naszym ustawodawstwie, ale naukowo jest to „łosoś atlantycki”. Również powszechnie w piśmiennictwie rybackim przyjęto nazwę „kielczak” dla Dentex a nie „kielec”. Ustaliła się nazwa „peluga” więc po со wprowadzać „peled”?

Nie można tez zgodzić się z określeniem Autorów — „parposz (Alosa fallax) — gatunek z  rodzajupuzanków” (str. 167) i „Puzanki (Alosa) ” (str. 197). Nazwą rosyjską puzanek obejmowano rodzaj Caspialosa. Wprawdzie ostatnio autorzy (Svetovidov) identyfikują rodzaje Alosa i Caspialosa, ale to jeszcze nie powód by dotychczasową nazwę polska, „aloza” zmieniać na puzanek i do tego gdy rodzaj Alosa zostaje zachowany. Również nazwa dorszowatej ryby Micromesisttus poutassou jest powszechnie używana „błękitek” a nie „putasu”.

„Blaszkoskrzelne” stosujemy do Lamellibranchiata a nie jako synonim „spodoustnych”  (Elasmobranchii) — (str. 224).

Zastosowanie nazwy „rekiny żyworodne” dla Hexanchidae nie jest słuszne, albowiem jest to właściwość wielu gatunków z innych rodzin a nawet rzędów żarłaczy. Dotychczasowa, acz nie najdźwięczniejsza nazwa „sześcioszpary” chyba byłaby lepsza.

Nazwa „węgorz elektryczny” to jeden z klasycznych przykładów nieporozumienia nomenklatorycznego. Niemniej autorzy używają jej w Słowniku (str. 57, 74) bez bliższych wyjaśnień. Wprawdzie w samym haśle używają spolszczonej nazwy „gymnotowce (Gymnotoidei)”, ale może przywrócić dawną nazwę Antoniego Wagi (1850) ładnie brzmiącą w języku polskim — „strętwy”? Trudno zgodzić się z nazwą „przejściowce” dla Holostei (Grodziński). Autorzy też jej użyli, za со nie można ich winić, ale jest to nazwa niezbyt udana. Natomiast nazwa „Chrzęstniki” dla Chondrostei chyba jest wręcz błędem. Wprawdzie w organizmie Chondrostei, со nawet uwidacznia nazwa, przeważa tkanka chrzęstna, to jednak z punktu widzenia filogenezy należą do ryb kościstych. „Chrzęstniki” jest nazwą dla chrząstkoszkieletowych — Elasmobranchii, a w szerszym ujęciu wraz z Acanthodi i w  jako przeciwstawna „kostnikom”  lub „rybom kościstym” — Osteichthyes. Poza tym Teleostei od dawien dawna nazywa się „kostnoszkieletowymi” a Osteichthyes „rybami koscistymi”, „kostnymi” albo wprost „kostnikami”. Autorzy zastosowali własną nomenklaturę odbiegającą nie najlepiej od przyjętych zasad (p. „Kostnoszkieletowe” str. 192).

 Squaliformes to „koleniokształtne” a nie „rekinokształtne”, со odpowiada Selachiiformes w myśl wskazań Berga, choć powszechnie nazwę Selachii stosuje się do wyższego taksonu.

Jesiotr zachodni Acipenser sturio nie występuje w Ameryce. Jak świadczy praca znawcy zagadnienia Magnina (1962) Ac. oxyrhynchus identyfikowany dotychczas z naszym jesiotrem jest zupełnie odrębnym gatunkiem, choć jemu bliskim.

W rybactwie jest powszechnie ustalony termin „narybek” więc nie należy używać „zarybek”.

Z przeoczeń należy wymienić odnośnik przy haśle „klepiec”, który powinien odnosić się do hasła „Sapa” a nie „dorszowate”.

Oczywiście wymieniłem tu tylko przykładowo najbardziej rażące niedociągnięcia, a nawet i błędy. Ten ich nie robi, kto nic nie robi. Nie chciałbym tym podważać wartości pracy autorów, którą w całości oceniam pozytywnie, jak to już wyraziłem na początku. Jest to działalność pionierska i nie jest rzeczą łatwą dać pracę doskonałą. Zdaję sobie sprawę, że wiele poruszonych spraw jest dyskusyjnych, ale bronię też zasady, że trzeba dążyć do rozsądnego uporządkowania nazewnictwa rodzimego. Mam nadzieję, że w następnym wydaniu, oby to nastąpiło jak najszybciej, autorzy zrewidują swoje stanowiska w wielu sprawach. Jeszcze raz podkreślam, że tego rodzaju wydawnictwo, о szerokim zasięgu odbiorców, ma szczególny wpływ na prawidłowe kształtowanie potocznego języka naukowego.

 Eugeniusz Grabda

*  *  *

Przeg. Zool. XV, 1970 , 4 s. 399-401

O nazewnictwie ichtiologicznym w związku z pracą A. Klimaj i S. Rutkowicz — Atlas ryb północnego Atlantyku. Wydawnictwo Morskie, Gdańsk 1970

On Ichthyological Nomenclature in Connection with the Work — A. Klimaj, S. Rutkowicz — Fishes of Northern Atlantic. Wydawnictwo Morskie, Gdańsk 1970

Z końcem ub. r. ukazało się niecodzienne wydawnictwo, wielki atlas in 4°, obejmujący obrazy i opisy 400 gatunków ryb morskich. Po raz pierwszy w języku polskim ukazało się tak duże ilustrowane dzieło ichtiologiczne *.

Atlas obejmuje tekst i właściwą część obrazową. Pierwsze 92 strony tekstu zawierają oprócz krótkiego wprowadzenia do morfologii i anatomii ryb również opis środowiska morskiego, a ponadto system i obszerne spisy nazw ryb w różnych językach. Spisy nazw autoryzowane przez odpowiednie instytucje zagraniczne stanowią szczególną wartość dla zajmujących się ichtiologią. Każdemu gatunkowi poświęcono jedną planszę, na której obok postaci ryby podano nazwę naukową i popularną oraz krótki opis, występowanie i użytkowość gospodarczą. Przy każdym gatunku jest mapka występowania. Wszystkie tablice wykonane jedną techniką  prezentują się dobrze.  Ryciny utrzymane w jednolitych tonach pastelowych, jak na nasze warunki techniczne, poprawne. Wprawdzie brak charakterystycznych dla wielu gatunków srebrzystych odblasków, co może być traktowane jako odstępstwo od prawdy biologicznej ale z punktu widzenia malarskiego może być potraktowane pozytywnie.

Oprócz normalnych skorowidzów autorzy zastosowali bardzo pomysłowy „klucz optyczny”. Mianowicie na tzw. wyklejce (koszulce) książki znajdują się miniaturowe rysunki opisywanych ryb z numerami odnoszącymi się do odpowiedniej planszy atlasu.

Bez wątpienia dzieło to w okresie naszej „morskiej ekspansji rybackiej” przyczyni się do popularyzacji ichtiologii systematycznej. Niejeden praktyk, czy amator znajdzie w nim odpowiedź na nurtujące go problemy znajomości ryb. Zwłaszcza, że autorzy nie ograniczyli się tylko do gatunków przemysłowych ryb ale również w dużej mierze uwzględnili i inne pospolicie występujące w Atlantyku. Wydanie atlasu jest dużym krokiem w naszym piśmiennictwie przyrodniczym i autorom należy się podzięka za wykonaną pracę, jak również Wydawnictwu Morskiemu za jej zrealizowanie. Niestety cena 1000 złotych nie jest zachęcająca. Niejeden prywatny nabywca-miłośnik będzie musiał z konieczności zrezygnować i z góry można powiedzieć, że atlas będzie skazany głównie na życie „instytucjonalne”.

Niestety, nie można pominąć potknięć. Jedne wynikają z niedostatecznej korekty jak rys. 7, „os hycideum” zamiast hyoideum (str. 15), w nazwach „Squaliformes, Squa.loid.ei, Squatinoidei (str. 30) i Dasyatoidei (str. 31)” zbyteczna spacja w środku wyrazu, co może wprowadzić w błąd niedostatecznie przygotowanego czytelnika, błędnie napisana nazwa Molva macrophthalmus (str. 37).

Inne błędy należy zapisać na konto autorów. Charakterystyka ryb (str. 28) jest niewłaściwa, bowiem stwierdzenie, że „jedyną wspólną cechą jest to, że przez całe życie przebywają w środowisku wodnym i że są do różnorodnych warunków tego środowiska we wszystkich czynnościach życiowych jak najściślej przystosowane” wcale nie dotyczy tylko ryb ale w równej mierze całego świata bezkręgowych, jak i waleni, a w dużej mierze i płetwonogich. Również stwierdzenie jedyną wspólną im właściwością jest płynny żywioł”, chyba nie można uważać za szczęśliwe omówienie. Chyba zabrakło autorom inwencji przyrodniczej.  Stwierdzenie, że „ku biegunom zmniejsza się ilość występujących gatunków, natomiast liczebność osobników każdego z gatunków wzrasta” (str. 24) można uważać za „przejęzyczenie”. Autorzy poza tym często używają słowa „ilość” zamiast „liczba” (str. 14, 15 i in.).

Osobne zagadnienie stanowi polskie nazewnictwo ryb. Autorzy wyszli z założenia, że każdej nazwie łacińskiej musi towarzyszyć nazwa polska, podobnie jak to się działo w ubiegłych dziesięcioleciach w entomologii. Stąd masa takich nazw jak „ przeźreń”, „żaglon”, „skwaran”, „golik”, „zębik”, „sieklik”, „kraśniak”, „piłczyk”, „drum”, „gardłosz”, „żuwak”, „pompil”, „tutwik”, „wyślizgowce”, „strojnikowate” i wiele innych.

Komu to potrzebne?

Ponieważ polskie nazewnictwo odnośnie do ryb morskich jest dosyć ubogie i trzeba mu nadać właściwy kierunek, wielką krzywdę uczynili autorzy rozpowszechniając nieprzemyślane nazwy, które przez długi czas będą straszyć w literaturze popularnej. Trzeba dla ścisłości dodać, że już wcześniej autorzy wydali pracę metodą fotograficzną pt. „Słownik nazw ryb północnego Atlantyku. Wyd. MIR, Gdynia 1961, str. 82”. Była to praca dla użytku wewnętrznego ale wiele uczyniła zamieszania w polskim nazewnictwie ryb. Nie chodzi tu o nazwy gatunków powszechnie znanych, czy ważnych z gospodarczego punku widzenia. Te powinny mieć polskie nazwy ale rozsądnie zastosowane.

Zasadą powinny być nazwy rodzajowe, a tylko tam, gdzie zachodzi istotna potrzeba rozgraniczania gatunków, powinny być użyte nazwy dwuczłonowe. Najczęściej powinna być to nazwa przymiotnikowa, podkreślająca jakąś cechę wyróżniającą, jak wielkość, ubarwienie czy występowanie. A więc: Merlucius — morszczuk, Merlucius merlucius — morszczuk pospolity, Merlucius bilinearis — morszczuk srebrzysty, M. senegalensis — morszczuk senegalski itd. Autorzy natomiast używają dla Atherina presbyter — ateryna a dla Ath. hepsetus — smugobok; dla Cypselurus lineatus — skoklot, Cyps. heterurus wylotek, Cyps. rondeletti — awior; dla Blennius pholis — ślizga, Bl. galerita — pierzyk, Bl. ocellaris — oczyk, Bl. sanguinolentus — łuczyk itd. Czyż w ostatnim przypadku nie wystarczyłoby powiedzieć ślizga z gatunku Bl. ocellaris lub ślizga (Blennius sanguinolenta), czy ślizga (Blenius galerita)?

 Tworzenie nowych nazw jest rzeczą trudną i udaje się ludziom o dużym wyczuciu językowym. Mógł sobie na to pozwolić człowiek tej kultury słowa co prof. Michał Siedlecki (Ryby morskie, MIR, 1938 i 1947). Już K. Klukowi czy P. Jarockiemu nie zawsze to wyszło, choć tworzyli oni zręby polskiej terminologii. Poza tym język żywy ma to do siebie, że się zmienia i to co było dobre kiedyś nie zawsze odpowiada dzisiejszemu duchowi języka, ale istnieje dużo nazw w dawnym brzmieniu miłych dla dzisiejszego ucha ale zapomnianych. Warto i po nie sięgnąć.

Osobiście uważam, że tam gdzie nazwa łacińska odpowiada fonetycznie duchowi języka polskiego warto od niej utworzyć odpowiednią nazwę, będzie to użyteczne ze względów praktycznych. Np. Chimaera — chimera, Sarda — sarda, Morone — morona, Solea — sola, Cantharus — kantar, Conger — konger itp.

Jak już wspomniałem z reguły należałoby się trzymać nazw rodzajowych choć trzeba być przygotowanym na zmiany, wynikające z nowszych opracowań taksonomicznych. Ale na to nie ma rady. Np. motela — dawniej Motella cimbria, obecnie Enchelyopus cimbrius a nawet Onos cimbrius.

W wielu przypadkach można z powodzeniem spolszczać nazwy obce lub używać ich wręcz jeśli odpowiadają fonetyce języka polskiego, a więc: „mintaj”, „kilka”, „sajka”, „albakora”, „salpa” (…)

_______________
* Pomijam tu mało znane, w dużo mniejszym zakresie i dziś już nieosiągalne obrazy ryb słodkowodnych „Okólnik Kraj. Twa Rybackiego” w początkach naszego stulecia.

Eugeniusz Grabda

CZĘŚĆ SZCZEGÓŁOWA (OPISY 400 GATUNKÓW RYB)

1. Petromyzon marinus — Minog morski . . .1
2. Lampetra fluviatilis — Minog rzeczny . . . 2
3. Lampetra japonica — Minog wschodni . . . 3
4. Myxine glutinosa — Śluzica …. 4
5. Hexanchus griseus — Sześcioszpar … 5
6. Lamna nasus — Lamna ….. 6
7. Alopias vulpinus — Kosogon …. 7
8. Isurus oxyrinchus — Ostronos …. 8
9. Carcharias taurus — Tawrosz …. 9
10. Cetorhinus maximus — Długoszpar . . . 10
11. Glyphis glaucus — Żarłacz błękitny . . .11
12. Galeorhinus galeus — Rekin szary … 12
13. Mustelus mustelus — Rekin siwosz . . .13
14. Mustelus canis — Mustel ….. 14
15. Scyliorhinus stellaris — Rekin panterka … 15
16. Scyliorhinus canicula — Rekinek … 16
17. Galeus melastomus— Piłogon (Pilak) . . .17
18. Sphyrna zygaena — Rekin młot … 18
19. Squalus acanthias — Koleń …. 19
20. Oxynotus centrina — Brązosz …. 20
21. Etmopterus spinax — Kolczak … 21
22. Squalus fernandinus — Koleń piaskowy … 22
23. Deania calcea — Ostrogłowiec …. 23
24. Lepidorhinus squamosus — Koleń czerwony ………. 24
25. Centrophorus jonsonii — Koleń islandzki …. 25
26. Somniosus microcephalus — Rekin polarny…. 26
27. Rhina squatina — Ryna….. 27
28. Rhinobatos rhinobatos — Rocha … 28
29. Rhinobatos albomaculatus — Roszak . . .29
30. Pristis microdon — Ryba piła …. 30
31. Raja asterias — Raja gwiaździsta … 31
32. Raja miraletus — Raja motyl . . . . . 32
33. Raja montagui — Raja nakrapiana . . .33
34. Raja brachyura — Raja białoplama . . .34
35. Raja undulata — Raja bruzdowana . . . 35
36. Raja microcellata – Raja drobnooka . . . 36
37. Raja clavata — Raja nabijana …. 37
38. Raja radiata — Raja promienista … 38
39. Raja hyperborea — Raja polarna … 39
40. Raja naevus — Raja dwuplama … 40
41. Raja circularis — Raja piaskowa … 41
42. Raja fullonica — Raja kosmata … 42
43. Raja fyllae — Raja listnik….. 43
44. Raja lintea — Raja głębinowa …. 44
45. Raja marginata — Raja siwa …. 45
46. Raja batis — Raja gładka….. 46
47. Raja nidrosiensis — Raja czarnobrzucha …47
48. Raja oxyrhynchus — Raja ostronosa . . .48
49. Raja maderensis — Raja maderska . . .49
50. Dasyatis pastinaca — Ogończa …. 50
51. Dasyatis margarita — Ogończa perełkowa … 51
52. Pteroplatea altavela — Skrzydlica … 52
53. Taeniura grabata — Patelnica …. 53
54. Myliobatis aquila — Orleń ….. 54
55. Mobula mobular— Mobula …. 55
56. Manta birostris — Manta ….. 56
57. Torpedo nobiliana — Drętwa brunatna … 57
58. Torpedo narke — Drętwa pawik … 58
59. Torpedo torpedo — Drętwa pstra … 59
60. Chimaera monstrosa — Przeraża … 60
61. Harriotta atlantica — Strzałosmok . . .61
62. Acipenser sturio — Jesiotr….. 62
63. Megalops atlanticus — Tarpon …. 63
64. Elops saurus — Oszczer złotawy … 64
65. Elops lacerta — Oszczer zielonawy … 65
66. Albula vulpes — Albula….. 66
67. Pterothrissus belloci — Belotka … 67
68. Clupea harengus — Śledź ….. 68
69. Clupea harengus pallasi — Śledź wschodni 69
70. Sprattus sprattus — Szprot …. 70
71. Sardina pilchardus — Sardynka … 71
72. Alosa alosa — Aloza …… 72
73. Alosa fallax — Parposz ….. 73
74. Sardinella aurita — Sardynela … 74
75. Sardinella eba — Eba …… 75
76. Sardinella granigera — Sagran … 76
77. Ethmalosa jimbriata — Etmaloza … 77
78. Ilisha africana — Ilisza….. 78
79. Brevoortia tyrannus — Menhaden … 79
80. Engraulis encrasicholus — Sardela . . . 80
81. Salmo salar — Łosoś …… 81
82. Salmo trutta — Troć…… 82
83. Osmerus eperlanus — Stynka …. 83
84. Mallotus villosus — Gromadnik … 84
85. Argentina silus — Srebrzyk opałek . . .85
86. Argentina sphyraena — Srebrzyk smukły … 86
87. Stomias jerox — Wężor….. 87
88. Sternoptyx diaphana — Przeźreń … 88
89. Argyropelecus olfersi — Topornik krępy … 89
90. Argylopelecus hemigymnus — Topornik wyłupiasty……… 90
91. Maurolicus mülleri — Mauryk …. 91
92. Alepisaurus jerox — Żaglon …. 92
93. Myctophum arcticum — Świetlik polarny … 93
94. Myctophum punctaturn — Świetlik tępogłowy ………. 94
95. Lampanyctus crocodilus — Świetlik aladynka………. 95
96. Sudis coregonoides — Skwaran … 96
97. Sudis rissoi – Sztyletek . . . 97
98. Hemiconiatus guttifer — Rozdymka . . .98
99. Lagocephalus lagocephalus — Sterczel . . .99
100. Lagocephalus laevigatus — Nadymka . . 100
101. Sphaeroides spengleri — Truciel . . . 101
102. Mola mola — Samogłów….. 102
103. Tachysurus gambensis — Arius . . . 103
104. Anguilla anguilla — Węgorz …. 104
105 Muraena helena — Murena….. 105
106. Lycodontis vicinus — Murena brunatna … 106
107. Conger conger — Konger….. 107
108. Congermuraena mystax — Kongermurena … 108
109. Anosoma balearicum — Konger białopłetwy ……….. 109
110. Echelus myrus — Echel ….. 110
111. Ophichthys semicinctus — Żmijak . . . 111
112. Notacanthus nasus — Łuskacz . . . . 112
113. Belone belone — Belona ….. 113
114. Scomberesox saurus — Makrelosz . . . 114
115. Exocoetus volitans — Ptaszor . . . . 115
116. Cypselurus lineatus — Skoklot . . . 116
117. Cypselurus heterurus — Wylotek . . . 117
118. Cypselurus rondeletii — Awior . . . 118
119. Spinachia spinachia — Pocierniec . . . 119
120. Fistularia tabaccaria — Fistulka . . . 120
121. Syngnathus typhle — Iglicznia …. 121
122. Syngnathus rostellatus — Igliczka . . . 122
123. Syngnathus acus — Iglik ….. 123
124. Entelurus aequoreus — Wężyna . . . 124
125. Nerophis ophidion — Wężynka . . . 125
126. Nerophis lumbriciformis — Krzyworyjka … 126
127. Hippocampus hippocampus — Pławikonik … 127
128. Hippocampus punctulatus — Pławikonik grzywacz … 128
129. Sphyraena barracuda — Barakuda . . . 129
130. Sphyraena guachancho  — Barakuda złotawa ……….. 130
131. Mugil cephalus  — Cefal ….. 131
132. Mugill provensalis — Chelon …. 132
133. Mugil ramada — Ramada….. 133
134. Mugil auratus — Mugil złotogłowy . . .134
135. Mugil grandisquamis — Mugil wielkołuski 135
136. Atherina presbyter — Ateryna . . . 136
137. Atherina hepsetus — Smugobok . . . 137
138. Polydactylus quadrifilis — Wiciak … 138
139. Galeoides decadactylus — Brodak . . . 139
140. Gadus Morrhua — Dorsz (wątłusz) . . . 140
141. Melanogrammus aeglefinus — Plamiak … 141
142. Pollachius virens — Czarniak …. 142
143. Merlangius merlangus — Witlinek . . . 143
144. Pollachius pollachius — Rdzawiec . . . 144
145. Gadus navaga — Nawaga ….. 145
146. Gadus saida — Dorszyk polarny . . . 146
147. Trisopterus esmarkii — Okowiel . . . 147
148. Gadus luscus — Bielmik ….. 148
149. Gadus minutus — Karlik ….. 149
150. Gadus poutassou — Błękitek . . . . 150
151. Gadus capelanus — Doruta …. 151
152. Gadiculus thori — Ślepior….. 152
153. Merluccius merluccius — Morszczuk … 153
154. Merluccius bilinearis — Morszczuk srebrzysty ………. 154
155. Haloporphyrus eques — Morszel . . . 155
156. Molva molva — Molwa ….. 156
157. Molva macrophtalma — Molwa smukła … 157
158. Molva byrkelange — Molwiniec . . . 158
159. Lota lota — Miętus …… 159
160. Raniceps raninus — Żabogłów . . . . 160
161. Brosmius brosme — Brosma …. 161
162. Onos cimbrius — Motela ….. 162
163. Onos mustela — Mostelka ….. 163
164. Onos tricirratus — Motela trójwąsa . . . 164
165. Onos meditteraneus — Motela śródziemnomorska ………. 165
166. Onos septentrionalis — Motela brunatna …166
167. Onos ensis — Motelnica ….. 167
168. Phycis phycis — Widłak różowy . . . 168
169. Phycis borealis — Widłak szary . . . 169
170. Phycis blennoides — Widłak biały . . .170
171. Mora mediterranea — Mora …. 171
172. Macrurus goodei — Buławik ostrogon . . 172
173. Macrurus berglax — Buławik siwy . . .173
174. Macrurus rupestris — Buławik czarny … 174
175. Macrurus coelorhynchus — Buławik ostronosy . ……. 175
176. Macrurus aequalis — Buławik modry . . . 176
177. Macrurus laevis — Buławik złotawy . . 177
178. Bathygadus melanobranchus — Buławik tęczowy……… 178
179. Lampris regius — Strojnik . . . . 179
180. Trachipterus arcticus — Wstęgor polarny … 180
181. Regalecus glesne — Wstęgor królewski … 181
182. Beryx splendens — Beryks …. 182
183. Beryx decadactylus — Beryks krępy . . .183
184. Holocentrus hastatus — Hajduk . . . 184
185. Hoplostethus mediterraneus — Gardłosz … 185
186. Zeus jaber — Piotrosz …… 186
187. Capros aper — Kaprosz ….. 187
188. Coryphaena hippurus — Koryfena . . . 188
189. Brama raii — Brama …… 189
190. Serranus aeneus — Granik szary . . . 190
191. Serranus guaza — Granik wielki . . . 191
192. Serranus goreensis — Granik czarnolicy … 192
193. Serranus alexandrinus — Granik smugowy … 193
194. Paracentropristis scriba — Strzępiel . . . 194
195. Paracentropristis cabrilla — Kabryl . . .195
196. Paracentropristis atricauda — Czarnobok … 196
197. Paracentropristis hepatus — Piłczyk . . . 197
198. Dicentrarchus lupus — Moron . . . . 198
199. Dicentrarchus punctatus — Moron centkowany………. 199
200. Polyprion americanum — Wrakoń . . . 200
201. Cephalopholis taeniops — Granik modroplamek ……… 201
202. Mycteroperca rubra — Granik rdzawy . . . 202
203. Anthias anthias — Papużak …. 203
204. Callanthias ruber — Pelor….. 204
203. Anthias anthias — Papużak …. 203
205. Apogon imberbis — Apogon …. 205
206. Epigonus telescopus — Gonustel . . . 206
207. Lutianus apodus — Lucjan …. 207
208. Lutianus agenes  — Płowik …. 208
209. Apsilus fuscus — Brążel ….. 209
210. Brachydeuterus auritus — Otoperka . . .210
211. Parapristipoma humile — Zielec . . . 211
212. Parapristipoma mediterraneum — Parma . . .212
213. Pomadasys suillus — Dziczyk . . . . 213
214. Pomadasys peroteti — Centosz . . . 214
215. Pomadasys jubelini — Łuszcz …. 215
216. Lethrinus atlanticus — Letra (Okoniak) … 216
217. Emmelichthys emmelichthys — Kraśniak … 217
218. Johnius hololepidotus — Kulbin . . . 218
219. Johnius elongatus — Korwin szary . . . 219
220. Johnius umbra — Korwin czarny . . . 220
221. Otolithes dux — Otol …… 221
222. Sciaena ronchus — Umbra ….. 222
223. Sciaena cirrosa — Drum ….. 223
224. Larimus peli — Pelin …… 224
225. Caranx hippos — Karanks …. 225
226. Trachurus trachurus — Ostrobok . . . 226
227. Trachurus picturatus — Ostrobok czarny … 227
228. Decapterus punctatus — Trzogon . . . 228
229. Decapterus rhonchus — Chropik . . . 229
230. Trachinotus goreensis — Sierpik . . . 230
231. Lichia vadigo — Lichia …… 231
232. Caessiomorus glaucus — Glałka . . . 232
233. Hypacanthus amia — Amia …. 233
234. Seriola dumerili — Seriola ….. 234
235. Chloroscombrus chrysurus — Żółcik . . .235
236. Vomer setapinnis — Womer …. 236
237. Hynnis goreensis — Blanka …. 237
238. Naucrates ductor — Pilot ….. 238
239. Pomatomus saltatrix — Tasergal . . . 239
240. Rachycentroń canadum — Rachica . . . 240
241. Mullus surmuletus — Barwena . . . 241
242. Mullus barbatus — Barbata . . . . 242
243. Pseudupeneus prayensis — Sułtanka . . 243
244. Sparus aurata — Dorada ….. 244
245. Boops boops — Bops …… 245
246. Sarpa salpa — Salpa …… 246
247. Dentex filosus — Kielec ….. 247
248. Dentex macrophtalmus — Kielczak . . .248
249. Dentex canariensis — Kielczak kanaryjski … 249
250. Charax puntazzo — Dubiel …. 250
251. Pagellus centrodontus — Morlesz . . . 251
252. Pagellus bogaraveo — Bogar …. 252
253. Pagellus acarne — Morlesz krwisty . . .253
254. Pagellus erythrinus — Morlesz szkarłatny . . .254
255. Pagellus mormyrus — Morlesz pręgowany … 255
256. Diplodus annularis — Prażma …. 256
257. Diplodus sargus — Sargus ….. 257
258. Diplodus vulgaris — Amarel …. 258
259. Diplodus trijasciatus — Zebryl . . . 259
260. Cantharus lineatus — Kantar …. 260
261. Pagrus pagrus — Pagrus ….. 261
262. Pagrus auriga — Pagrus pręgacz . . . 262
263. Pagrus ehrenbergii — Pagrus zapata . . .263
264. Chaetodon luciae — Ustnik …. 264
265. Holacanthus africanus — Nefrytek . . .265
266. Chaetodipterus goreensis — Siodlak . . .266
267. Drepane punutata — Drepana …. 267
268. Monodactylus — Seba …… 268
269. Labrus berggylta — Kniazik …. 269
270. Labrus bimaculatus — Tęczak …. 270
271. Acantholabrus palloni — Palon . . . 271
272. Crenilabrus melops — Melops …. 272
273. Crenilabrus roissali — Wargatek . . . 273
274. Ctenolabrus rupestris — Skalik . . . 274
275. Centrolabrus exoletus — Jaskroń . . . 275
276. Coris julis — Korys …… 276
277. Glyphisodon Koejleri — Garbik . . . 277
278. Trachinus draco — Ostrosz …. 278
279. Trachinus vipera — Wipera …. 279
280. Trachinus araneus — Sieklik …. 280
281. Trachinus radiatus — Trachina . . . 281
282. Uranoscopus scaber — Skaber …. 282
283. Callionymus lyra — Lira ….. 283
284. Callionymus maculatus — Kalion . . . 284
285. Blennius pholis — Ślizga….. 285
286. Blennius galerita — Pierzyk …. 286
287. Blennius ocellaris — Oczyk …. 287
288. Blennius sanguinolentus — Łuczyk . . .288
289. Anarrhichas lupus — Zębacz smugowy… 289
290. Anarrhichas minor — Zębacz pstry . . .290
291. Anarrhichas latifrons — Zębik …. 291
292. Pholis gunellus — Ostropłetwiec . . . 292
293. Chirolophis ascanii — Piórkosz . . . 293
294. Lumpenus maculatus — Taśmiak pstry …294
295. Lumpenus lampretaeformis — Taśmiak długi …295
296. Zoarces viviparus — Węgorzyca . . . 296
297. Lycodes vahlii — Likowal ….. 297
298. Lycodes esmarki — Głowik …. 298
299. Lycodes pallidus — Lodowik …. 299
300. Lycodes reticulatus — Siecik …. 300
301. Lycodes seminudus — Golik ….. 301
302. Lycenchelys sarsii — Likosar …. 302
303. Gymnelis viridis — Płetwoplamek . . . 303
304. Brotula barbata — Brotula …. 304
305. Ammodytes lanceolatus — Dobijak . . . 305
306. Ammodytes tobianus — Tobiasz . . . 306
307. Ammodytes cicerellus — Falik …. 307
308. Ammodytes marinus — Tobik …. 308
309. Hepatus hepatus — Pokolec …. 309
310. Balistes uapriscus — Rogatnica . . . 310
311. Balistes forcipatus — Rożec . . . . 311
312. Scomber scombrus — Makrela …. 312
313. Scomber colias — Makrela kolias . . . 313
314. Scomberomorus maculatus — Makrela hiszpańska ………. 314
315 Sarda sarda — Pelamida ….. 315
316. Orcynopsis unicolor — Orcyn …. 316
317. Thunnus thynnus — Tuńczyk (Tuńczyk czerwony)……… 317
318. Thunnus alalunga — Tuńczyk biały (Tuńczyk długopłetwy)……. 318
319. Parathunnus obesus — Opastun . . . 319
320. Thunnus albacores — Albakora (Tuńczyk żółtopłetwy)……… 320
321. Euthynnus alleteratus — Tunek … 321
322. Katsuwonus pelamys — Bonito . . . 322
323. Auxis thazard — Tazar…… 323
324. Istiophorus americanus — Żaglica . . . 324
325. Xiphias gladius — Włócznik …. 325
326. Trichiurus lepturus — Pałasz …. 326
327. Ruvettus pretiosus — Kostropak . . . 327
328. Stromateus fiatola — Żuwak …. 328
329. Centrolophus niger — Pompil …. 329
330. Gobius niger — Babka czarna …. 330
331. Gobius paganellus — Babka skalna . . . 331
332. Gobius flavescens — Babka czarnoplamka … 332
333. Gobius minutus — Babka mała …. 333
334. Crystallogobius linearis — Babka kryształowa …. 334
335. Lebetus scorpioides — Babka płowa . . 335
336. Batrachoides didactylus — Batrach . . . 336
337. Lepadogaster lepadogaster — Grotnik . . .337
338. Lepadogaster decandolii — Tutwik . . .338
339. Echeneis remora — Podnawka …. 339
340. Scorpaena scrofa — Skorpena …. 340
341. Scorpaena notata — Najeż ….. 341
342. Sebastes marinus — Karmazyn . . . 342
343. Sebastes mentella — Mentela …. 343
344. Sebastes viviparus — Karmazynek . . . 344
345. Sebastes dactyloptera — Sebdak . . . 345
346. Trigla gurnardus — Kurek szary . . . 346
347. Trigla hirundo — Kurek czerwony . . . 347
348. Trigla cuculus — Kurek napłon . . . 348
349. Trigla lineata — Kurek pręgopłetwy . . . 349
350. Trigla obscura — Kurek sinopłetwy . . .350
351. Trigla lyra — Kurek jeżyk ….. 351
352. Peristedion cataphractum — Zbrojownik … 352
353. Myoxocephalus scorpius — Kur . . . 353
354. Myoxocephalus quadricornis — Kur rogacz … 354
355. Taurulus bubalis — Kur głowacz . . . 355
356. Icelus bicornis — Dwurożek ….. 356
357. Triglops pingelii — Pingel ….. 357
358. Phobetor tricuspis — Nastrosz …. 358
359. Centridermichthys uncinatus — Garbonos … 359
360. Agonus cataphractus — Lisica …. 360
361. Agonus decagonus — Kiryśnik …. 361
362. Cyclopterus lumpus — Tasza …. 362
363. Liparis liparis — Dennik ….. 363
364. Liparis montagui — Tłuściel …. 364
365. Cephalacanthus volitans — Strwolotka …365
366. Psettodes erumei — Jęzor….. 366
367. Psetta maxima — Skarp (Turbot) . . . 367
368. Scophthalmus rhombus — Nagład . . . 368
369. Scophthalmus norvegicus — Turbotek norweski ………. 369
370. Scophthalmus unimaculatus — Turbotek plamisty………. 370
371. Lepidorhombus whiffiagonis — Smuklica . . .371
372. Arnoglossus laterna — Laterna . . . 372
373. Arnoglossus thori — Trepa….. 373
374. Arnoglossus imperialis — Czupurka . . .374
375. Zeugopterus punctatus — Ptera . . . 375
376. Hippoglossus hippoglossus — Halibut (Kulbak) ……….. 376
377. Reinhardtius hippoglossoides — Kulbak czarny………. 377
378. Platichthys jlesus — Stornia …. 378
379. Pleuroneetes platessa — Gładzica . . . 379
380. Limanda limanda — Zimnica …. 380
381. Pleuroneetes cynoglossus — Szkarlacica .. 381
382. Pleuroneetes microcephalus — Złocica . . .382
383. Drepanopsetta platessoides — Niegładzica . . . 383
384. Liopsetta glacialis — Lodzica …. 384
385. Solea solea – Sola ……. 385
386. Solea lascaris — Laskara ….. 386
387. Solea variegata — Pręgatka …. 387
388. Solea senegalensis — Senegalka . . . 388
389. Solea cuneata — Kunatka ….. 389
390. Solea hexophthalma — Pawica …. 390
391. Synaptura lusitanica — Luzytanka . . . 391
392. Monochirus luteus — Soletka …. 392
393. Monochirus azevia — Azewia …. 393
394. Monochirus ocellatus — Oczlica . . . 394
395. Cynoglossus goreensis — Ciosanka . . . 395
396. Cynoglossus canariensis — Kanaryjka . . . 396
397. Lophius piscatorius — Nawęd (Żabnica) … 397
398. Lophius budegassa — Żabnica afrykańska … 398
399. Himantolophus reinhardti — Maszkara … 399
400. Ceratias holboelli — Matronica . . . 400

2013/01/16 | Supplementum